常用的动物采血麻醉方法

1. 对实验动物采血的要求

1.小鼠和大鼠采血
（1）眼眶取血：将小鼠抓牢固定，用拇指和食指将眼部皮肤扒开，使眼球充分突出，眼窝内眦处为眼静脉窦。将毛细管由此刺入，捻转，轻轻外提，使血液充满毛细管，采血后用一块干纱布将眼合上数分钟以止血。小鼠每次采血0.2～0.3mL，大鼠为0.5～1.0mL。
（2）剪尾采血：固定动物，将尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5～10mm（大鼠），然后自尾根部向尖部按摩，血即自尾尖流出。如需较多血也可先将尾浸于近50℃的热水中，再剪去尾尖。采血后用胶布包扎尾尖进行压迫止血。由于鼠血凝集快，需要全血应事先置抗凝剂于采血管中，如用血球悬液，应立即与生理盐水混合。小鼠可取血0.1mL，大鼠可取0.3～0.5mL。
（3）断头取血：断头时，左手抓鼠，右手持剪刀于颈部迅速剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，血液即可流入已准备好的容器中
（4）腹主动脉采血：将动物麻醉，仰卧固定，从腹中线切开皮肤，暴露腹主动脉，用注射器抽取血液。
（5）股动（静）脉采血：将动物麻醉固定后，进行一侧腹股沟动、静脉分离手术，血管下方分别穿一根丝线，左手提起血管，右手持注射器将针平行刺入血管内取血。
（6）心脏采血：动物麻醉后，仰卧固定于鼠板上，在左胸侧第三、四肋间，用左手食指触摸到心搏动处，右手持注射器垂直刺入心脏，抽取所需血量。小鼠取0.5～0.6mL，大鼠取0.8～1.2mL。

2.家兔采血
（1）耳中央动脉采血：将兔固定后，在兔耳中央有一条粗而鲜艳的中央动脉。左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端向心方向刺入动脉，慢慢回抽针芯，动脉血立即进入针筒，一次可取血15 mL。
（2）耳缘静脉采血：拔去耳缘部被毛，用灯泡照射加热耳朵或以75%酒精涂擦局部，使静脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热后用小血管夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静脉，血液可自动流出，一般可采血2～3mL。取血后棉球压迫止血。
（3）心脏采血：操作同鼠类。兔一次最多采血25mL。
（4）股静脉、颈静脉采血：做股静脉、颈静脉分离术，然后采血。

2. 简述犬前肢静脉采血的过程

犬采血法包括心脏采血、前、后肢皮下静脉采血、颈静脉采血、股动脉采血、耳缘静脉采血。
1．心脏采血

将犬仰卧固定于固定台上，前肢面背测方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3～5肋间的被毛，做皮肤消毒。取61/2号针头的注射器在胸骨左缘处1cm第四肋间处进针，并向犬背侧方向垂直刺入心腔。穿刺者可随针头接触心脏跳动时的感觉，随时调整刺入方向和深度，但针头不能在胸腔内搅动。当针头正确刺入心脏时，血液即进入注射器，便可抽取多量血液。一般犬的血量为每千克体重80ml血液。

2．前、后肢皮下静脉采血

取血方法基本同犬后股外侧小隐静脉和前肢内侧皮下的头静脉注射方法。如需要较多量血时，则可用注射器直接抽取。抽吸速度要慢，否则针口吸着血管内壁，血液不能进入注射器。如只需要采取少量血液，则不必用注射器抽出，只需要用51/2号针头直接刺入静脉，如针头正确刺入静脉，血液会自动从针孔滴出，用瓷反应碟接住滴下的血液，可做血常规等检测。

3．颈静脉采血

犬固定好后(经过训练的犬不必固定)，取侧卧位，剪去颈部被毛10cm×3cm范围，皮肤消毒。将犬颈部拉直，头尽量后仰。用左手拇指压住颈静脉入胸部位的皮肤，使颈静脉怒张，右手取连有61/2号针头的注射器，针头沿血管平行方向向心端刺入血管。由于此静脉在皮下容易滑动，针刺时除用左手固定好血管外，刺入要准确。取血后注意压迫止血。

4．股动脉采血

犬可不麻醉。背卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角取动脉搏动的部位剪去被毛，消毒皮肤。左手中指、食指、探摸股动脉跳动部位并固定好血管，右手取连有5号针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，当血液进入注射器内时，即可根据需要量抽取血液。取完血后用干纱布压迫止血2～3min。

5．耳缘静脉采血

经训练的犬不必绑嘴，让犬跳上采血台，剪去耳尖部短毛，即可见到耳缘静脉。揉搓耳朵，使静脉充盈，皮肤涂少许凡士林，用51/2号针头刺破静脉，用右手顺静脉走向由头端向耳尖部轻轻挤压，血液即由破口流出。取完血后用干棉球压迫止血。
狗分布于世界各地。它们在群居时，也有“等级制度”，可以保持整个群体的稳定，减少因为食物、生存空间和异性的争夺而引起的恶斗和战争。狗具有领地习性，自己占有一定范围，并加以保护，不让其他动物侵入。狗狗的眼球水晶体比较大，像马的眼球一样变形。犬齿全部为短冠形，上颌第一、二门齿齿冠为三峰形，中部是犬尖峰，两侧有小尖峰。在中国文化中，狗属于十二生肖之一，在十二生肖中的第11位。
狗是由狼驯化而来的。早在狩猎采集时代，人们就已驯养狗为狩猎时的助手。因此，狗算是人类最早驯养的家畜。河北武安磁山、河南新郑裴李岗、浙江余姚河姆渡等遗址，都发现了狗骨骼，足证其驯养历史之久远。 山东胶县三里河出土的狗形鬶，造型生动逼真，使我们得见新石器时代家犬的形态特征。陕西西安半坡遗址出土的狗骨，头骨较小，额骨突出，肉裂齿小，下颌骨水平边缘弯曲，与华北狼有很大区别，说明人类驯养狗的历史确实很早。
没有人确切知道人与狼第一次互动发生在什么时候。有科学家认为可能是在5万年之前，因为至少要花这么久的时间野狼才能发展出如今的基因差异。当时人与野狼分布在地球表面的许多地方，演化过程可能发生在好几个不同的地区。有些学者则认为狼在14000年前，甚至可能在16000年前的亚洲东南部，就已经被人类从野生狼驯化为家畜、即狗，用来玩、打猎、看家护院。
犬的生物学起源可追溯到几千万年前，犬的驯化史大约在一万五千年前的中石器时代，甚至有科学家从遗传学的角度论证称，可能早在距今10万年前，犬就已被人类驯化。 人类首次破译犬的基因组是在2005年——甚至比研究人员利用遗传学工具追踪犬类最早的家园还要早。早期研究在东亚发现了犬基因的高度多样性，并在许多乡村犬群里发现了其他一些关键性的标记，他们因此指出东亚地区是犬被人类驯养最早的地方。
饮食
狗是肉食动物，在喂养时，需要在饲料中配制较多的动物蛋白，辅以素食成分，以保证狗的正常发育和健康。狗有时会吃草，但吃得很少，偶尔也吐掉，狗吃草不是为了充饥，而是为了清胃，主要因狗的肠胃结构独特。狗的胃很大，约占腹腔的2/3，而肠子却很短，约占腹腔的1/3，所以狗基本上是用胃来消化食物和吸收营养，容易消化肉类食物，不易消化像树叶、草等有“筋”的东西。虽然犬属于食肉动物，但生存艰难时犬可以依靠蔬菜和谷物这类食物活下去。典型的野生食肉动物的这类饮食营养来自它们捕获的食草动物的胃部内容物。另外，科学家发现对诸如在像在阿拉斯加爱迪塔罗德（Iditarod）进行的狗拉雪橇比赛以及其他类似经受极端压力的情况，高蛋白食物（大量食用肉类）可以帮助它们防止肌肉组织受到损伤。狗喜欢啃咬骨头。这也是原生态时撕咬猎物所留下的习惯。我们在喂养时要经常给它一些骨头。（切记：不可用禽骨，那样可能会刺穿狗的肠胃）。狗普遍存在不同程度的以人类和自身粪便为食的习性。

3. 怎么给牛采血方法及需要的东西~

牛的采血方法多种多样,根据不同的状况采取不同的方法。笔者现将多年来的采血经验总结如下,供大家在工作中参考。1采样的一般原则1.1凡是血液凝固不良、鼻孔流血的动物不应采血。1.2采血时做好个人防护,预防人畜共患病感染及牛的踢撞。1.3免疫效果监测时,应在牛免疫21d后随机采集同群牛血清。1.4疫情监测或流行病学调查时,根据区域内牛场户数量和分布,按一定比例随机抽取养殖场户名单,然后每个牛场户按预算的感染率计算采样的数量,随机采取。1.5用于病毒检验样品,在牛发病初体温升高期间采集;对于没有症状的带毒牛,一般在进入隔离场后7d内采样。1.6防止污染环境,防止疫病传播,做好环境消毒和废气物的处理。1.7用于寄生虫检验样品,因不同的血液寄生虫在血液中出现的时机及部位各不相同,因此,需要根据各种血液寄生虫的特点,在相应时机取相应部位的血,制成血涂片,送实验室。2采血的物品准备采样箱、9号针头、塑料试管、5ml注射器、离心管、酒精棉球、干棉球、牛鼻钳子或绳子、不干胶标签、签字笔、记号笔、采样单、乳胶手套、线手套、防护服、防护帽、一次性手套、一次性鞋帽、试管架、易封口样

4. 动物抽血抽什么部位

大型动物，如牛马可以抽颈下静脉血，鸡鸭可以抽翅膀下血管

5. 求助：大鼠舌下静脉取血失败，原因是什么

目的探讨一种可以多次,大量,比较安全的大鼠采血的方法.方法大鼠乙醚 麻醉后,用真空采血管舌 下静脉取血.结果舌下静脉取血可以采到 2～3ml 左右的血.结论舌下静脉取血为 大鼠的首选采血方式. 【关键词】大鼠g-T 静脉采血 为了满足试验的要求,经常对大鼠进行多次采血, 且要求对大鼠本身损伤要小,每次抽血的量还要足够. 根据这个要求现介绍一种新的大鼠采血方法——舌下 静脉采血.笔者通过这种方法对300 只大鼠进行了多 次采血.发现这种方法可以满足在大鼠实验中多次,取 血量大且对大鼠的影响比较小.现报告如下. 材料与步骤1.1 准备器械蒸发皿(直径20cm),止血钳两把,乙 醚,大鼠固定板,采血管,采血针,棉球. 1.2 实验动物远交群(SD)大鼠300 只,雄性,体质 量300g 左右. 1.3 步骤 1.3.1 麻醉先用棉球蘸取乙醚放入蒸发皿中,再把 大鼠投入蒸发皿中,盖严皿盖. 1.3.2 取血大约3～5min 大鼠被麻醉,取大鼠仰卧, 将四肢及上齿固定于大鼠板上.助手两手各持一把止 血钳,左手持止血钳夹住大鼠的下齿并上提,使舌漏出, 右手持止血钳夹住鼠舌并拉出.这时操作者可以清楚 地看到大鼠舌下的两条舌下静脉,持采血针与舌面呈 l0.夹角插入舌下静脉,见有回血时把采血针的另一端 插入采血管.血液因负压的抽吸作用快速地被抽人管 内.取血的多少可以根据实验的要求来定.一般可取 2～3ml,据笔者观察此量对大鼠影响不大. 1.3.3 止血将针头拔出后用棉签压住进针处,助手 松开止血钳,按压片刻,把大鼠取下. 注意事项要求采血环境光线充足,室温不能太低,一般高于 20.,如果室温太低,大鼠舌下静脉收缩,势必造成进针 困难;麻醉深度要适宜,一般大鼠跌倒且眼睛半睁半闭 时效果最好.麻醉过浅时大鼠在采血过程中易苏醒,固 定鼠舌困难,采血针易穿出静脉;麻醉过深时特别是有 基础疾病的大鼠易死亡.夹持鼠舌的止血钳应是无齿 钳或在有齿钳上套一节软塑料管,这样可以减少对鼠舌 的损伤;为避免穿刺部位大量出血,进针的部位可以选 择舌下静脉旁开1mm 的位置,然后再调整方向插入舌 下静脉. 讨论现今常用的大鼠取血方法有尾部取血,心脏取血, 内眦取血,断头取血,腹主动脉取血等J.但这些取 血方法都存在一定的弊端,特别是在实验中对大鼠要求 安全大量反复取血时,这些方法就难以满足实验的要 求.其中鼠尾采血量较少,仅适用于做白细胞计数或血 红蛋白检查,对于血清指标的检测则不适用].心脏采 血时,如果操作熟练可以多次取血,但从大鼠心脏取血 要触摸到心跳明显处进针,其难点是大鼠心脏小,心搏 快,进针准确部位及深浅不易掌握J,易造成心包积血 而至大鼠死亡.断头采血法虽能取到较多的血量,但极 易被污染,按此法获取的血液中大多混有少量组织液和 被毛,可能影响实验检测结果,最大的缺陷是只能取一 次血.内眦取血则取血量与操作者技术熟练程度有关, 取血量不易控制,多次采血后容易感染.本方法便可弥 补以上几种方法的不足,通过对300 只大鼠反复的采血 发现该方法的具有以下优点:对大鼠损伤小,操作结 束大鼠便清醒,即可进食饮水.除采血后鼠舌稍有水肿 外无其他损伤.这样可以减少采血对试验本身的影响. 可以反复采血,笔者发现抽血后大鼠的舌下静脉在很 短的时间内便可修复.抽血量较大,一般一次可以抽 到2～3ml 的血液,笔者曾试验最多可以抽到7rrIl,大鼠 仍可存活.所采的标本不受污染.通过这个试验我 们认为,只要按要领操作,该法取血较方便简单,易完 成,可以满足试验取血的要求.舌下静脉取血应为大鼠 采血的首选方法,值得推广. 参考文献 [1]VanHH,BaumansV,BrandtCJ,eta1.OrbitalsinusBloodamplingin :theinfluenceofech- niqueandexpertise[J].LaboratoryAnimals,

6. 动物采血常用哪几种方法

我根据自己的经验给你回答一点，可能不全，但常用的应该就是这几种。
对小白鼠来说最常用的方法是眼眶取血，即用毛细管刺入小鼠眼眶。由于眼球下有大量毛细血管，而且眼附近毛较少，这样可以取得较多的比较干净的血液，而且一只眼睛没做好还可以用另一只，小白鼠不会很快死亡，有需要的话还可以做点别的实验，但这种方法的采血量有限，一般一次就几毫升而且如果做的不是很好的话，血液很容易凝固而且可能搞得小鼠“面目全非”。
第二种方法是尾部采血，即用剪刀剪断小鼠的尾巴采血，这种方法没我怎么用过，对其不好做评价。
第三种方法是断头采血，用这种方法最大的优点是采血量大而快速，血液不易凝固，但这样的话，小鼠再就不能做别的了，当然有可能的话我们可以在做完别的操作后再来做这个。
不同的动物有不同的采血方法，如对兔子来说我们可以用耳缘静脉采血、心脏采血的方法，但对小鼠来说主要的应该就是上面说的三种了。

7. 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。