Ⅰ 粗提取植物DNA的实验步骤和原理
提取植物DNA常用的方法是CTAB法。原理：CTAB是一种阳离子去污剂,具有从低离子强度溶液中沉淀核酸与酸性多聚糖的特性。在高离子强度的溶液中(>0.7mol/L NaCl)，CTAB与蛋白质和多聚糖形成复合物，只是不能沉淀核酸。通过有机溶剂抽提，去除蛋白，多糖，酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。步骤如下：
1）取材料，加液氮研磨成粉末状，迅速移入1.5 ml Eppendorf管中；
（2）加入800 μl的CTAB提取缓冲液，混匀（CTAB在65℃水浴预热），每5min轻轻震荡几次，20min后12000 r/min，离心15 min；
（3）小心吸取上清液，加入等体积的酚：氯仿（各400μl）溶液，混匀，4℃，12000 r/min，离心10 min；
（4）小心吸取上清液，加入等体积的氯仿，混匀，4℃，12000 r/min，离心10 min。
（5）重复步骤（4）1-2次，以蛋白层不出现为止；
（6）取上清，-20℃沉淀1h，4℃，12000 r/min，离心10 min；
（7）弃去上清液，用70%乙醇洗涤沉淀2次；
（8）室温下干燥后（一般干燥5-15 min），溶于30-50 μl DEPC去离子水中，于-20℃或者-70℃下保存备用。
Ⅱ 对植物dna的提取最好的方法是哪种
CTAB快速提DNA法：
取植物材料少量,可用液氮冷冻,没有的话不冻也可以,材料粉碎后快速加入CTAB 100微升,65度3-5min,加入相同体积的酚氯仿,混匀,12000转10分钟,取上清至另一管中(注意,一定不要带入酚氯仿,否则残留的酚会使TAQ酶失活而导致PCR结果假阴性),加入十分之一体积的醋酸钠,再加入两倍体积的无水乙醇,冰上沉淀10分钟,离心,去上清,晾干或DNA干燥仪干燥,加入水10-20微升,取1-3微升做PCR.
Ⅲ 植物的基因怎样提取
植物DNA提取方法
方法一：
1.取两片幼嫩新鲜叶片，置于预冷的研钵中，倒入适量液氮，迅速研磨成粉末状，随后加入3ml预热的2%CTAB抽提缓冲液和50ul抗氧化剂2-巯基乙醇，继续研磨成略有流动性的糊状或粥状，转入1.5ml的离心管中，于65℃水浴锅中保温约60min。
2.待混合物冷却至室温后加入等600ul的CI（氯仿：异戊醇=24：1）溶液混匀，轻轻颠倒离心管几次使管内混合物成乳浊液，常温下10000rpm离心10min,取上清液转入另一干净的离心管中。
3.重复步骤（2）一次。
4.取步骤（3）上清液加入2.5倍体积无水乙醇，仔细混匀，-20冰箱30min以上，沉淀DNA 4℃，12000rpm离心10min。
5.弃去上层有机溶剂，加500ul75%乙醇洗涤沉淀，4℃下8000rpm离心5min,弃去上清，洗涤沉淀3次。
6.倒置或者37度培养箱烘干。
7.加50ulTE缓冲液溶解DNA，于-20℃冷藏备用。
方法二：
1. 在50ml离心管中加入20ml提取缓冲液Ⅰ, 60℃水浴预热。
2. 植物5-10g, 剪碎, 在研钵中加液氮磨成粉状后立即倒入预热的离心管中, 剧烈摇动混匀, 60℃水浴保温30-60分钟(时间长,DNA产量高), 不时摇动。
3. 加入20ml氯仿/戊醇/乙醇溶液, 颠倒混匀(需带手套, 防止损伤皮肤)，室温下静置5-10分钟, 使水相和有机相分层(必要时可重新混匀)。
4. 室温下5000rpm离心5分钟。
5. 仔细移取上清液至另一50ml离心管,加入1倍体积异丙醇,混匀,室温下放置片刻即出现絮状DNA沉淀。
6. 在1.5mleppendorf中加入1ml TE。用钩状玻璃棒捞出DNA絮团,在干净吸水纸上吸干,转入含TE的离心管中,DNA很快溶解于TE。
7. 如DNA不形成絮状沉淀,则可用5000rpm离心5分钟, 再将沉淀移入TE管中。这样收集的沉淀,往往难溶解于TE,可在60℃水浴放置15分钟以上，以帮助溶解。
8. 将DNA溶液3000rpm离心5分钟,上清液倒入干净的5ml离心管。
9. 加入5μlRNaseA(10μg/μl), 37℃ 10分钟, 除去RNA(RNA对DNA的操作、分析一般无影响，可省略该步骤）。
10. 加入1/10体积的3mol/L NaAc及2×体积的冰乙醇,混匀,-20℃放置20分钟左右,DNA形成絮状沉淀。
11. 用玻棒捞出DNA沉淀,70%乙醇漂洗,再在干净吸水纸上吸干。
12. 将DNA重溶解于1ml TE, -20贮存。
13. 取2μlDNA样品在0.7% Agarose胶上电泳, 检测DNA的分子大小。同时取15μl稀释20倍, 测定OD260/OD280, 检测DNA含量及质量。
方法三：
植物DNA的SDS提取法：
试验试剂：
1、研磨缓冲液：称取59.63gNaCl，13.25g柠檬酸三钠，37.2gEDTA－Na分别溶解后合并为一，用0.2mol/L的NaOH调至pH7.0，并定容至1000ml。
2、10×SSC溶液：称取87.66gNaCl和44.12g柠檬酸三钠，分别溶解，一起定容至1000ml。
3、1×SSC溶液：用10×SSC溶液稀释10倍。
4、0.1×SSC溶液：用1×SSC溶液稀释10倍。
5、Rnase溶液：用0.14mol/LNaCl溶液配制成25mg/ml的酶液，用1mol/LHCl，pH至5.0，使用前经80℃水浴处理5min（以破坏可能存在的Dnase）。
6、氯仿－异戊醇：按24ml氯仿和1ml异戊醇混合。
7、5mol/L高氯酸钠溶液：称取NaClO4·H2O 70.23g，先加入少量蒸馏水溶解再容至100ml。
8、SDS（十二烷基硫酸钠）化学试剂的重结晶：将SDS放入无水酒精中达到饱和为止，然后在70～80℃的水浴中溶解，趁热过滤，冷却之后即将滤液放入冰箱，待结晶出现再置室温下凉干待用。
9、1mol/LHCl。
10、0.2mol/LNaOH。
11、二苯胺乙醛试剂：1.5g二苯胺溶于100ml冰醋酸中，添加1.5ml浓硫酸，装入棕色瓶，贮存暗处，使用时加0.1ml乙醛液〔浓乙醛：H2O＝1：50（V／V）〕。
12、1.0mol/L高酸溶液（HClO4）。
13、0.05mol/LNaOH。
14、DNA标准液：取标准DNA25mg溶于少量0.05mol.L-1NaOH中，再用0.05mol/LNaOH定容至25ml，后用移溶管吸取此液5ml至50ml容量瓶中，加5.0ml1mol/LHClO4，混合冷却后用0.5mol/LHClO4定容至刻度，则得100μg/ml的标准溶液。
Ⅳ 如何从植物组织中提取较纯的dna
简单的讲法的话，就是要先将植物细胞的细胞壁用果胶酶和纤维素酶在0.5~0.6mol/L的甘露醇溶液中去除，然后将获得的原生质体破碎后高速离心，获得细胞核内的核酸，然后先用CATB方法去除蛋白质，也就是在保证核酸不被破坏的情况下用苯酚除去蛋白质，然后分液，弃掉有机相，然后加1/10体积的3M醋酸钠（pH5.2）和2.5倍体积的无水乙醇，轻轻倒置混匀，待絮状物出现后，离心。弃上清液。 沉淀用75%乙醇洗涤，离心，弃上清液。 室温下挥发乙醇，待沉淀将近透明后加50-100mlTE溶解过夜。
Ⅳ 植物dna提取的原理和方法其中乙醇和氯仿一异成醇各起什么作用
植物DNA提取方法是采用CTAB法。
CTAB，是一种阳离子去污剂,能与核酸形成复合物,此复合物在高盐(>0.7mol/L) 浓度下可溶,并稳定存在,但在低盐浓度(0.1～0.5mol/L NaCl)下CTAB-核酸复合物就因溶解度降低而沉淀,而大部分的蛋白质及多糖等仍溶解于溶液中。通过有机溶剂抽提,去除蛋白、多糖、酚类等杂质后加入乙醇沉淀即可使核酸分离出来。经离心弃上清后,CTAB-核酸复合物再用70%酒精浸泡可洗脱掉CTAB。
无水乙醇：沉淀DNA。乙醇的优点是可以任意比和水相混溶，乙醇与核酸不会起任何化学反应，对DNA很安全，因此是理想的沉淀剂。 DNA溶液是DNA以水合状态稳定存在，当加入乙醇时，乙醇会夺去DNA周围的水分子，使DNA失水而易于聚合。
氯仿：克服酚的缺点；加速有机相与液相分层。
异戊醇：减少蛋白质变性操作过程中产生的气泡。异戊醇可以降低表面张力，从而减少气泡产生。另外，异戊醇有助于分相，使离心后的上层含DNA的水相、中间的变性蛋白相及下层有机溶剂相维持稳定。