常用的试验动物处死方法

❶ 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

❷ 在做动物实验时,怎么做才能使动物不至于那么痛苦的死去

实施实验动物安乐死的方法

动物实验结束后为了减轻动物的疼痛及痛苦此时从人道主义的观点出发可以对这些动物实施安乐死实施安乐死时有一些特殊的要求需要考虑最重要的是安乐死的方法必须人道动物实验中有时为了获得动物组织器官进行研究。安乐死的方法应该对动物的组织器官的研究没有影响。另外实施安乐死的方法还要可靠有效经济容易实施对实验人员必须安全。

常用的实施安乐死的方法为药物化学法

是指用一种药物或其他化合物处死动物。最常用的是使用过量的全身麻醉剂。使动物心跳停止。呼吸衰竭而死亡。戊巴比妥相对来说作用迅速给药简单价格低廉。是常用的实施安乐死选择的药物腹腔或静脉注射过量的戊巴比妥（100～150mg／kg)即可巴比妥酸盐可致血管扩张。引起器官淤血，可能影响组织学研究。用于安乐死的吸入麻醉剂有乙醚氟烷恩氟烷和异氟烷等。

CO2也常被用做安乐死的吸入剂。将动物放置含有100％CO2的环境中很多种动物就产生严重的呼吸困难而死亡。用这种方法处死动物时动物意识清醒能感受到痛苦不是理想的方法。

如果将动物放置在一定湿度C02和O2的比例为6：4的混合气体环境中等动物逐渐丧失意识后将CO2浓度升至100％。在最少保持10min以确定动物死亡这时动物完全是在无意识状态下死亡的死亡需30～60min。如果时间太长则不是首选的方法。CO2等吸入剂能诱发动物肺水肿可能影响其后研究中对动物组织器官的利用。

❸ 大鼠的处死方法

小动物的处死方法 以下几种方法适用于大鼠、小鼠这类小动物。
（1）脊椎脱臼法：是将动物的颈椎脱臼，断开脊髓使动物致死。左手拇指与食指用力向下按住鼠头，右手抓住鼠尾用力向后拉，鼠便立即死亡。这是最常用的一种方法。
（2）急性大失血法：可将眼球摘除导致大量失血致死。
（3）击打法：右手抓住鼠尾提起，用力撞击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木槌击打鼠头部也可致死。
（4）断头法：给小鼠断头时，可用左手拇指和食指夹住小鼠的肩胛部，固定。右手拿剪刀迅速将头剪断。给大鼠断头时，实验者应戴上棉纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。
（5）可将浸有乙醚或氯仿的棉球连同小动物一起密封于玻璃容器内麻醉。

❹ 如何用颈椎脱臼法干净利落地处死小鼠

小鼠折颈的确是个技术活，研二的时候我们为了制备抗体几个人养了200多只，最后都是我处死的，感觉还是有点经验可以分享一下。

其实折颈处死折颈处死，关键的就是折颈。大多数时候你看到的文字描述都是拉拽使脖颈脱臼，其实操作上是有可以改进的细节的。

1、一般捉小鼠的方法：捏住命运的后颈皮（用惯用手）

2、另一只手将小鼠的脖颈处用拇指和食指按压在桌面上。注意，因为老鼠的颈椎也不长，你感觉能固定住小鼠的头不乱摆又能按到后颈就可以了

3、惯用手向后顺摸到尾巴，捏住尾巴中段。怕手滑就打个卷全捏手里

4、将老鼠身体抻直，这个时候不要发力

小鼠亦称小白鼠，属于脊椎动物门，哺乳纲、啮齿目、鼠科动物。小鼠体小，饲养管理方便，易于控制;生产繁殖快;出生后3周即可断乳。已拥有大量的具有不同特点的近交系、突变系和封闭群，并已形成多种国际公认的标准品系，被广泛应用于各种营养学实验研究中。

在分类上属于啮齿 目(Rodentia)、鼠科(Muridae)、属鼠 (Mus)。实验小鼠由野生小鼠经过长期选择培育而成。早在17世纪，小鼠已作为实验动物。小鼠是应用最广泛，研究最详尽的实验动物，已成功地培养出很多近交系、突变系。

小鼠个体小，体表面积相对较大，温顺、胆小、喜群居于光线较暗的环境，昼伏夜动。杂食，喜啃咬，无汗腺，对环境适应性差，辨色能力弱，听觉嗅觉敏锐。有多种毛色。