A. 羽毛酶解生产多肽液的方法
羽毛酶解生产多肽液的方法：
1、将羽毛装入水解罐中，加水，控制底物浓度在百分之10～百分之50，添加底物质量约百分之1的焦亚磷酸钠，控制水解压力为0.3～0.4，水解温度在150～160摄氏度，水解约80分钟，打开泄压阀门进行泄压排气，补水保持羽毛水解液底物浓度。
2、鲜血装入水解罐中，加水，控制底物浓度为百分之10～50，添加底物质量0.5百分之5的焦酸钠，控制水解压力为0.2～0.4，水解温度在150～160摄氏度。水解约20分钟，打开泄压阀门进行泄压排气，补水保持血水解液底物浓度。
3、将折干比值为2～3∶1的羽毛水解液和血水解液，泵入酶解灌中进行混合、搅拌、补水，得到羽血水解混合液，底物浓度控制在百分之10～20。
4、羽血水解混合液降温至约55摄氏度后，加碳酸钠调ph至8.0，按底物质量百分之1～2添加复合蛋白酶进行酶解，酶解约0.5小时后再添加碳酸钠调ph至8.0，然后保持55摄氏度继续酶解，3小时后按底物质量的百分之1添加氨肽酶，继续酶解至全部酶解时间满6小时，得到羽血酶解液。
5、在得到的羽血酶解液中，投入一定比例的蛋氨酸、赖氨酸，升温至80℃并保温30min灭酶活，得到干燥前料液。
6、将干燥前料液进行刮板干燥，然后破碎制粒。
B. 提高酶含量酶酶解液会加快酶解吗
水酶法主要利用机械破碎的基础上，采用酶（蛋白酶、淀粉酶、果胶酶、维生素酶等）降低植物细胞壁使油料得以释放
酶解提取工艺分4类：水相酶解法、水相酶解有机溶剂、低水分酶解、低水分酶解溶剂浸出提取工艺。[1]
水相酶解法
在油料破碎后加水，以水作为分解相，酶在此相中进行水解，使油脂从油料固体粒子中渗出。该工艺适用可可、菜籽、花生等含油料高的油料提取。酶的用作防止蛋白膜形成乳状液货亲脂性固体吸附造成部分油脂难于提取。
水相酶解有机溶剂
在水相酶解提取工艺上，加入于水不相溶的有机溶剂作为油的分散相，以增加提油效果。
低水分酶解
在传统油料种子提油基础上改进而得到，酶解作用是在较低水分含量下进行，在提油前，油料需要进一步干燥降低水分，由于工艺减少了有水分离工序，没有废水生产。
低水分酶解溶剂浸出
溶剂在酶解后加入与酶解前加入相比，有的出油率要高一些，但由于水分低也带来了一些困难，酶的作用效果会降低，但该工艺缩短了提油时间，从而提高设备处理能力。
C. 什么是生物酶解技术
生物酶解技术包括酶法提取(又称酶反应提取)和酶法分离精制两方面。该技术是在传统的天然植物成分提取基础上进行的，应用常规提取设备即可完成，操作简便，成本低廉。 1原理 酶法提取是根据植物细胞壁的构成，利用酶反应所具有高度专一性的特点，选择相应的酶，将细胞壁的组成成分(纤维素、半纤维素和果胶质)水解或降解，破坏细胞壁结构，使细胞内的成分溶解、混悬或胶溶于溶剂中，从而达到提取目的，且有利于提高成分的提取率。许多天然植物中含有蛋白质，采用煎煮法时蛋白质遇热凝同，影响提取成分的煎出，如加入蛋白酶，就可以将天然植物中的蛋白质分解析出，如此可提高成分的提取率。 天然植物水提液除了含有提取成分外，还含有淀粉、蛋白质、果胶、树胶、树脂、黏液质等，这些成分的存在往往使提取液呈混悬状态，并影响提取液的滤过速度，为此要实施除杂，常用的方法有离心法、澄清剂法、醇沉法、大孔树脂吸附法、离子交换法、微孑L滤膜滤过法及超滤法。而酶法除杂是分离精制的新方法，此方法是根据天然物提取液中杂质的种类、性质，有针对性地采用相应的酶，将这些杂质分解或除去，以改善液体产品的澄清度，提高产品的稳定性。由于酶反应具有高度的专一性，决定了酶解方法除杂的高效性。
D. 霉菌性阴道炎治疗的最有效方法，怎么能不复发
我们将反复发作的顽固性霉菌性阴道炎患者的霉菌性分泌物取出，放入天然酶解霉因子溶液中，试验时间为24小时，观察发现： 霉菌在3小时后开始停止繁殖
8小时后成活率仅为15%；
12小时后存活率为零；
22小时后尸体开始碎解；
24小时后将此溶液进行合适环境培养；放置48小时后采样，无霉菌生成。
实验证明，酶解霉菌，对于顽固性霉菌完全有效，有效率100%，并且无霉菌存活下来。适合于霉菌性阴道炎反复发作的患者使用.
E. 七叶足天然酶解液用的是什么生物酶
物质的分解都是需要条件的，
比如CaCO3分解为CaO和CO2需要高温煅烧。
同样，我们身体内的的分解也需要一定的条件。
而生物酶是一种催化剂，它能使物质的分解，也就是化学变化变的更迅速，更高效。
而生物酶解技术就是采用合适的生物催化剂，也即生物酶，让物质的分解更快实现。关于生物酶的相关资料，参考：
F. 酶解法去除植物细胞壁的具体步骤
要分离植物原生质体，必须去掉由果胶质、纤维素和半纤维素及木质素等构成的细胞壁。在本世纪前期是采用分离机械法。即将叶肉细胞，愈伤组织和液体悬浮培养细胞置于高渗的糖溶液中，使之质壁分离，原生质体收缩成球形。然后用剪刀剪碎组织，就可切开细胞壁获得少量完整的原生质体。不过这种方法分离的原生质体太少，而且只能适于部分组织，Cocking发明的酶解法，开创了大量分离原生质体的新技术，所以目前普遍采用酶分离法来获得原生质体。一、植物材料一般来说，植物各个器官，如：根、茎卅、花、果实、种子及愈伤细胞和悬浮细胞等都可作为分离原生质体的材料。但是，要获得高质量的原生质体，则须选用生长旺盛、生命力强的组织作材料。材料的生理状况是原生质体质量的决定性因素之一。1．细胞悬浮培养物在建立细胞悬浮培养物之前，需提前培养愈伤组织。即取用成熟种子胚、未成熟胚、幼穗、花药、胚芽鞘或幼叶，经无菌消毒后，在26℃黑暗条件下，在含2，4－ D 2～4mg/L的 MS固体培养基上，诱导愈伤组织，每隔2～4d转接一次。从中选出增殖较快而且呈颗粒状的愈伤组织，或经继代培养一次后，转移到液体培养基的100ml三角瓶中进行悬浮培养。具体方法是用旋转式振荡器，速度控制在80～? 120r/min，在 25±1℃下暗培养。悬浮培养初期应每隔3d继代一次，一个半月后，吸取4～5ml悬浮细胞转到250ml三角瓶的40rnl新鲜培养中，以后每隔7d继代一次。通常经悬浮培养3～4月后，悬浮培养细胞的大小变得较为一致，且细胞质变得较浓时，可用作分离原生质体。2．叶肉细胞叶肉细胞是分离原生质体的最好的细胞材料，用叶片的薄壁组织作为材料来源，既要考虑植株的生长环境，又要考虑叶片的年龄及其生理状态对原生质体分离的影响。取生理状态适宜的叶片，有利于原生质体的细胞再生和细胞分裂。要获得良好的培养? 材料，下列外界因素是考虑的重要因子：（1）光强为3000～6000lx。（2）温度为20～25℃培养。（3）相对湿度在60％～80％左右。植物的其他器官也可用于分离原生质体，如用花粉四分体和花粉壁细胞。? 3．植物材料的预处理对原生质体材料进行预处理能提高原生质体的分裂频率；也可以逐步提高植物材料的渗透压，以适应培养基中的高渗环境。这些处理包括：暗处理。预培养、低温处理等。把豌豆的枝条取下后，在分离原生质体前，先让材料在黑暗中的一定湿度条件下放1～2d，这样得到的原生质体存活率高，并能继续分裂；在羽衣甘蓝叶肉组织原生质体分离和培养中，先去掉叶片的下表皮，再在诱导愈伤组织的培养基中预培养7d，然后再去壁。经预培养的叶片分离的原生质体高度液泡化，叶绿体也解体；龙胆试管苗的叶片只有用4CC低温处理后分离得到的原生质体才能分裂。在很多情况下材料不必经过专门的预处理。二、酶1．酶的种类构成植物细胞壁的三个主要成分是：①纤维素，占细胞壁干重的25 ％至50％不等；②半纤维素，平均约占细胞壁干重的53％左右；③果胶质，一般占细胞壁的5％。分离原生质体最常用的酶有纤维素酶、半纤维素酶和果胶酶。纤维素酶是从绿色木霉中提取的一种复合酶制剂，主要含有纤维素酶C；，作用于天然的和结晶的纤维素，具有分解天然纤维素的作用，还含纤维素酶CX，作用于定形的纤维素，可分解短链纤维素，另含有纤维素二糖酶、木聚糖酶、萄聚糖酶、果胶酶、脂肪酶、磷脂酶、核酸酶、溶菌酶等，总体作用是降解纤维素，得到裸露的原生质体。果胶酶是从根霉中提取的，使细胞间的果胶质降解，把细胞从组织内分离出来。半纤维素酶制剂可以降解半纤维素为单糖或单糖衍生物。此外，还有蜗牛酶，主要用于花粉母细胞和四分体细胞。ZA3～867纤维酶是上海植物生理研究所从野生型绿色木霉同各菌种中提取制成的，粗制品是多种酶的复合物，含有纤维素酶（包括C1、CX、B一葡萄糖苷酶等），果胶质，半纤维素酶等，分离细胞壁的效果较好。这种复合酶使用时不需加半纤维素酶和果胶酶等，就可以分离出植物原生质体。日本产的Onozuka纤维素酶常和果胶酶结合使用，可先用果胶酶降解果胶，使分开细胞，再用纤维素酶处理降解细胞壁。即二步法降解。2．渗透稳定剂植物细胞壁对细胞有良好的保护作用。去除细胞壁之后如果溶液中的渗透压和细胞内的渗透压不同，原生质体有可能涨破或收缩。因此在酶液、洗液和培养液中渗透压应大致和原生质体内的相同，或者比细胞内渗透压略大些。渗透压大些有利于原生质体的稳定，但也有可能阻碍原生质体的分裂。因此，在分离原生质体的酶溶液内，需加入一定量的渗透稳定剂，其作用是保持原生质体膜的稳定，避免破裂。常用的两种系统为：①糖溶液系统：包括甘露醇、山梨醇、蔗糖和葡萄糖等，浓度约在0．40～0．80mol／L。本系统还可促进分离的原生质体再生细胞壁并继续分裂；②盐溶液系统：包括 KCL、MgSO4和 KH2PO4等。其优点是获得的原生质体不受生理状态的影响，因而材料不必在严格的控制条件下栽培，不受植株年龄的影响，使某些酶有较大的活性使原生质体稳定。另外，添加牛血清蛋白可减少或防止降解壁过程中对细胞器的破坏。近年来多采用在盐溶液内进行原生质体分离，然后再用糖溶液作渗透稳定剂的培养基中培养。此外，酶溶液里还可加入适量的葡聚糖硫酸钾，它可提高原生质体的稳定性。这种物质可使RNA酶不活化，并使离子稳定。3．酶溶液的pH值酶溶液的pH值对原生质体的产量和生活力影响很大。用菜豆叶片作培养材料时，发现原始pH值为5．0时，原生质体产生一得很快，但损坏较严重，并且培养后大量破裂。当PH值提高到6．0时，最初原生质体却产生少，但与pH值为5．0时处理同样时间后相比，原生质体数量显着增加。原始pH值提高到7．0时生活的原生质体数量进一步增加，损伤的原生质体也少得多。三、原生质体的分离分离原生质体时，首先要让酶制剂大量地吸附到细胞壁的纤维素上去，因此，一般先将材料分离成单细胞，然后分解细胞壁。采用将酶液减压渗入组织，或将组织切成薄片等方法，都可增加酶液与纤维素分子接触的机会。酶处理目前常用的多是“一步法”，即把一定量的纤维素酶，果胶酶和半纤维素酶组成混合酶溶液，材料在其中处理一次即可得到分离的原生质体。植物材料须按比例和酶液混合才能有效地游离原生质体，一般去表皮的叶片需酶量较少，而悬浮细胞则用酶量较大。每克材料用酶液10～30ml不等。由于不同材料的生理特点不同，在研究游离条件时，必须试验不同渗透压浓度的细胞，找出适宜的渗透浓度。例如，游离小麦是浮细胞的原生质体的酶液中须加入0．55mol/L甘露醇，游离水稻悬浮细胞的原生质体的酶液中只加 0．4～0．45mol／L的甘露醇，两者差别较大。酶解处理时把灭菌的叶片或子叶等材料下表皮撕掉，将去表皮的一面朝下放入酶液中。去表皮的方法是：在无菌条件下将叶面晾干、顺叶脉轻轻撕下表皮。如果去表皮很困难，也可直接将材料切成小细条，放入酶液中。对于悬浮细胞等材料，如果细胞团的大小很不均一，在酶解前最好先用尼龙网筛过滤一次，将原细胞团去掉，留下较均匀的小细胞团时再进行酶解。酶解处理一般地在黑暗中静止进行，在处理过程中偶尔轻轻摇晃几下。对于悬浮细胞，愈伤组织等难游离原生质体的材料，可置于摇床上，低速振荡以促进酶解。酶解时间几小时至几十小时不等、以原生质体游离下来为准。但是，时间过长对原生质体有害，所以一般不应超过24h。酶解温度要从原生质体和酶的活性两方面考虑。对于这几种酶来说，最佳处理温度在40～50℃，但这个温度对植物细胞来说太高，所以一般都在25℃ 左右进行酶解。若用叶片作为材料，取已展开的生活叶片，用0.53％次氨酸钠和70％酒精进行表面灭菌，然后切成2cm见方。把 4g叶组织置于含有 200ml不加蔗糖和琼脂的培养基 500ml三角瓶中。在 4℃黑暗条件下培养16～24h，以后叶片转入含有纤维素酶、果胶酶、无机盐和缓冲液的混合液中，pH值为5．6，通常在酶液中使用的等渗剂为0．55～0．6mol甘露醇。然后，酶液真空渗入叶片组织。在28℃条件下，每分钟40转的旋转式转床上培养4h后，叶片组织可完全分离。若用悬浮培养细胞，可不经过果胶酶处理，因为悬浮细胞液主要由单细胞和小细胞团组成。取悬浮细胞放入10ml的酶液中（3％纤维素酶，14％蔗糖，pH值5．0～6．0），在25～33℃条件下酶解24h。原生质体一酶混合液用30um的尼龙网过滤，通过低速离心收集原生质体。四、影响原生质体分离的因素1．酶制剂活力和纯度粗制的商品酶含有核酸酶和蛋白酶等杂质，它们对原生质体的活力是有害的。因此，在使用之前须将这些酶纯化，一般利用凝胶柱使酶制剂脱盐纯化。酶的活性还与pH值有关。Onoznka纤维素酶R－10和离析酶R一10的最适宜pH值分别为5～6和4～5。不过实际上酶溶液的pH值经常调节4．7～6．0之间。2．渗透稳定剂的作用在分离原生质体时，渗透稳定剂有保护原生质体结构及其活力的作用。糖溶液系统可使分离的原生质体能再生细胞壁，并使之能继续分裂，其缺点是有抑制某些多糖降解酶的作用。盐溶液系作渗透稳定剂时对材料要求较严格，且使原生质体稳定，使某些酶有较大活性。但是易使原生质体形成假壁，同时使分裂后细胞是分散的。五、原生质体的净化和活力测定在分离的原生质体中，常常混杂有亚细胞碎片，维管束成分，未解离细胞，破碎的原生质体以及微生物等。这些混杂物的存在会对原生质体产生不良影响。此外，还需去掉酶溶液。以净化原生质体。原生质体纯化常用过滤和离心相结合的方法，步骤大致如下：1．将原生质体混合液经筛孔大小为40－100um的滤网过滤，以除去未消化的细胞团块和筛管、导管等杂质，收集滤液。2．将收集到的滤液离心，转速以将原生质体沉淀而碎片等仍悬浮在上清液中为准，一般以500r／min离心15min。用吸管谨慎地吸会上清液。3．将离心下来的原生质体重新悬浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次离心，去上清液，如此重复三次。4．用培养基清洗一次，最后用培养基将原生质调到一定密度进行培养。一般原生质体的培养密度为104～106／ml。在原生质体培养前，常常先对原生质体的活性进行检测。测定原生质体活性有多种方法，如观察胞质环流、活性染料染色、荧光素双醋酸酯（FDA）染色等。这些方法各有特点，但现在一般用的是FDA染色法。FDA本身无荧光，无极性，可透过完整的原生质体膜。一旦进入原生质体后，由于受到脂酶分解而产生有荧光的极性物质荧光素。它不能自由出太原生质体膜，因此有活力的细胞便产生荣光，而无活力的原生质体不能分解FDA，因此无荧光产生。FDA染色测活性的方法如下：取洗涤过的原生质体悬浮液 0．5ml，置于10×100mm的小试管中，加入 FDA溶液使其最终浓度为 0．01％，混匀、置于室温5min后用荧光显微镜观察。激发光滤光片用QB24，压制滤光片用JB8。发绿色荧光的原生质体为有活力的，不产生荣光的为无活力的。由于叶绿素的关系，叶肉原生质发黄绿色荧光的为有活力的，发红色荧光的为无活力的。
参考资料： 网络
G. 原生质体酶解液怎么溶解
分离常用方法：分离原生质体时，首先要使酶制剂大量吸附到细胞壁上去。
因此，一般先将材料分离成单细胞，然后分解细胞壁。采用将酶液减压渗入组织，或将组织切成薄片等方法，都可增加酶液与纤维素分子接触的机会。用酶法分离原生质体可以采用以下两种不同的方法路线。两步法或顺序法：首先用离析酶或果胶酶处理组织使胞间层降解，把细胞分开再用纤维素酶处理这些游离的细胞，使原生质体释放出来。
一步法或同时法：即把一定量的纤维素酶、果胶酶和半纤维素酶组成混合酶溶液，将材料置于其中处理，一次即可得到分离的原生质体。因为一步法方便省力，因此很常用。
回答于 2019-06-15
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H. 做酶解实验需要调节pH值，请问用什么调节，浓度要多少
你好
这个问题没有一定的规矩，太浓了，调整容易过量，太稀了又加的太多（且费时间）。
一般用1－6M之间的即可。
刚刚看到你还有四个精确的提问：
（1）用1mol/l的即能够达到精确调整要求。（如果调整速度太慢，最高可以用6mol/l的溶液）
（2）按照1mol/l的溶液配制，假定要配制100ml，需要的浓盐酸（液体）和氢氧化钠（固体）分别是：8ml、4g。
（3）这两种化学试剂在封闭好的玻璃瓶中（如小滴瓶中）能够长期保存而不会变质（至少半年以上）。（只是氢氧化钠溶液在玻璃滴瓶中时间过长会出现盖子不易打开现象）
（4）市售浓盐酸（36%）的浓度为12mol/l是正确的，只是这个浓度是大约值。