小鼠处死常用的方法有

⑴ 小鼠灌胃 处死 解剖

目的：观察“酒花素油剂”小鼠口服和大鼠皮肤用药的毒性反应。方法：小鼠灌胃给予不同浓度的“酒花素油剂”(各剂量间比值为0.85)，观察死亡情况，用Bliss法计算LD 50 。大鼠背部脱毛，涂以不同浓度的“酒花素油剂”，涂药面积约占体表面积的10%，破损皮肤组用针尖划破表皮。给药后观察大鼠的体重及中毒反应。结果：小鼠口服“酒花素油剂”后的LD 50 为557.06 mg/kg，中毒表现主要为肢体抽搐和呼吸困难。大鼠完整皮肤对浓度为临床用浓度10倍的“酒花素油剂”能较好耐受，破损皮肤对7倍于临床用浓度的“酒花素油剂”亦能较好耐受。结论：“酒花素油剂”口服为低毒性物质，完整皮肤和破损皮肤用药均较为安全。

“酒花素油剂”为上海华光啤酒厂生产的，用于促进慢性疮疡及烧伤创口等愈合的外用制剂。为了考察“酒花素油剂”的安全性，本文拟观察“酒花素油剂”一次给予小鼠口服后所产生的毒性反应及死亡情况，并观察完整皮肤及破损皮肤的大鼠在短期内接触“酒花素油剂”后所产生的毒性反应。

1 材料

1.1 动物：昆明种小鼠，体重18～22 g，雌雄各半；SD大鼠，体重170～230 g，雌雄各半，由第二军医大学实验动物中心提供。

1.2 药品：“酒花素”及中性植物油(溶剂)由华光啤酒厂提供。根据实验要求，将“酒花素”溶于中性植物油中，配制成不同浓度的“酒花素油剂”。

2 实验方法

2.1 小鼠口服LD50〔1〕

根据预试结果，在药物剂量为366～970 mg/kg的范围内，将小鼠按体重均匀分为7组，每组10只(�♀各5只)，各剂量间距为0.85，灌胃给药体积为每10 g体重0.1 ml。另设一溶剂对照组，仅给中性植物油0.8 ml/只。

小鼠禁食12小时后灌胃给药，给药后即开始观察动物的毒性反应情况，及时记录死亡数。死亡动物立即进行解剖，观察内脏器官的病变情况。未死动物连续观察9天，9天后处死，解剖，观察脏器变化。

用Bliss法计算LD 50 ，采用计算机“NDST程序”进行运算。

2.2 大鼠皮肤急性毒性实验〔2〕

实验动物分为完整皮肤和破损皮肤两部分，每个部分又分为大、中、小三个剂量组，剂量间距为0.7，每组10只大鼠。另设溶剂对照组，每组6只大鼠。

大鼠在氯胺酮(90 mg/kg ip)麻醉下，进行背部脱毛(用剃刀仔细剪去背部的毛)，脱毛范围约为4.5 cm×7 cm(约占体表面的10%左右)。在此脱毛区内均匀涂以不同浓度的“酒花素油剂”及溶剂，约0.6 ml/只，涂完后用无毒塑料薄膜覆盖，绷带包扎。破损皮肤组大鼠在背部脱毛区用针尖划破表皮，以渗血为度，然后再涂以不同浓度的“酒花素油剂”。给药后即开始观察动物的全身毒性反应，死亡动物立即进行尸体解剖，肉眼观察各脏器的病变情况，10天后处死大鼠，大体解剖，肉眼观察全身各器官的变化情况。

3 结果

3.1 小鼠口服LD 50

小鼠灌胃给药后，死亡动物约在0.5～2小时内出现呼吸急促、烦躁等表现，随后出现肢体抽搐，死亡前有明显的惊厥表现。死亡一般发生在给药后的1～6小时内，个别发生在12～48小是内。死后立即尸检可见，小鼠因死前的肌肉强直而表现为尸体僵硬，心脏停跳于收缩状态。内脏重要器官(心、肺、肝、脾、肾及消化道等)未见充血、水肿及明显的器质性变化。存活动物多数有一过性的呼吸急促表现，24小时内活动稍差，食欲减少。24小时(个别48小时)后逐渐恢复活动和摄食，一般情况良好，无其他不良反应的表现发生。连续观察9天后处死小鼠，大体解剖未见肉眼可见的病理变化。溶剂对照组10只小鼠给药后无明显的毒性反应出现，观察10天后处死，大体解剖亦无异常发现。

各剂量组的死亡情况见表1，死亡率无明显的性别差异。

用Bliss法计算得LD 50 =577.06 mg/kg,95%可信限范围为505.74～658.43 mg/kg。

3.2 大鼠皮肤急性毒性实验

各剂量组大鼠的死亡情况及给药前后的体重变化情况见表2。

表1 小鼠口服“酒花素油剂”后LD 50 计算(Bliss法)

剂量(mg/kg)
对数剂量(X)
动物数(只)
死亡动物数(只)
死亡率(%)
机率单位(Y)

970
2.987
10
10
100
6.75

824
2.916
10
8
80
6.20

701
2.846
10
7
70
5.66

596
2.775
10
6
60
5.11

506
2.704
10
4
40
4.56

430
2.633
10
2
20
4.01

366
2.563
10
0
0
3.46

表2 大鼠皮肤用“酒花素油剂”后的毒性反应

组
别
药物浓度(%)
动物数(只)
死亡动物数(只)
体重 (g,x±s)

用药前 用药后
完
整
皮
肤
A
53.67
10
0
206±19
210±24

B
37.57
10
0
207±21
220±20

D
溶剂
6
0
198±19
206±22

破
损
皮
肤
A
53.67
10
2
200±20
204±23

B
37.57
10
0
202±18
207±21

C
26.30
10
0
198±19
199±24

D
溶剂
6
0
206±22
208±20

在完整皮肤的大鼠中，两个用药组及溶剂对照组均无明显的毒性表现，用药后饮食、活动无明显变化。各组动物给药局部均未发现明显的红、肿等刺激反应，1周后脱毛区开始长毛。连续观察10天后处死大鼠，大体解剖未见明显的脏器异常变化。

破损皮肤大鼠用药后，大剂量组在4～24小时内有2只死亡，死前出现明显的呼吸困难及轻度肌肉抽搐，死后尸体解剖无明显的异常发现。另有两只大剂量组及1只中剂量组的大鼠在用药后8～12小时内出现一过性的呼吸困难。其余各用药组及溶剂对照组的大鼠均未见明显的毒性反应，仅少数动物在用药当天食欲稍差。连续观察10天，大鼠饮食、活动均无异常，体重变化亦不明显。大鼠皮肤破损区创口第二天开始结痂，无明显的红肿及溃烂表现，亦无感染发生。创口约1周左右愈合，无明显疤痕。观察10天，部分大鼠脱毛局部已开始长毛，10天后处死，大体解剖未发现肉眼可见的异常变化。

4 讨论

酒花素是从啤酒花中提取的有效成分，主要由蛇麻酮、草酮等组成。已有的研究资料表明，酒花素有一定的抗菌和促进肉芽组织增生的作用。本实验的结果显示，大鼠在用药面积占体表面积10%的情况下，破损皮肤对浓度为26.30%的“酒花素油剂”能较好耐受，对37.57%的浓度亦能耐受，且破损皮肤创口愈合较快，无感染发生。该两浓度分别为临床用药浓度的5倍和7倍(临床用药浓度为5%)。完整皮肤对于临床用药浓度10倍剂量的“酒花素油剂”亦能耐受，不出现明显的中毒反应。作为溶剂的中性植物油用在破损皮肤和完整皮肤上均无明显的毒性反应。小鼠口服该药的LD 50 为577.06 mg/kg，属低毒物质。以上结果提示，“酒花素油剂”临床应用较为安全。

⑵ 电击杀生怎么杀动物减轻痛苦

最好的办法就是安乐死，麻醉后快速致死，无痛苦。不麻醉的话就是尽量快。以小鼠为例，有条件的用二氧化碳处死箱，完全无痛苦，又快，是处死啮齿类的最好方法；没条件的就用脱颈椎了，小鼠立即死亡，痛苦时间极短。

⑶ 如何解剖小鼠

器械：眼科剪刀、镊子、泡沫板、针头
1.摘眼球放血
2.脱颈椎处死
3.用针头固定四肢于泡沫板上，腹部朝上。
4.镊子捏起腹部皮肤，剪刀剪一小口，暴露腹壁。注意不要一刀剪破腹壁，这样毛容易进入腹腔，里面就不是无菌的了。
5.用手在小口处撕开皮肤，尽量暴露腹部。
6.镊子夹起腹壁，剪开腹腔即可。

如果要求无菌的话，处死的小鼠先在75%酒精中浸泡5min，镊子，剪刀都要消毒。

⑷ 小鼠怎么处死

实验室小鼠一般是采用断颈法，这是小鼠处死最常用的方法，也是小鼠痛苦程度最小的处死方法，符合动物福利学。具体操作为：左手夹住小鼠的颈部，右手抓住小鼠尾巴，两手猛的用力牵拉。

⑸ 小白鼠实验完为什么要处死

处死一方面为了防止疾病传播，另一方面很多药物实际上是对生物体有损伤的实验药物，服用或注射药物后的小鼠会很痛苦。处死以往采用的是颈椎脱臼法，现在也认为是有痛苦的，建议药物麻醉后处死。这是符合实验动物伦理的。
实验用小白鼠的原因是：
成本低。从单只动物的价格上讲，一只纯种小白鼠才十几元，从饲养成本上讲，小白鼠仅食少量饲料，饲养小白鼠，一个小笼子，一个房间可以喂养上百只小白鼠。
数量充足，许多实验需要统计学分析，这就要求一定的数量，大白鼠和小白鼠，特别是小白鼠，在人工繁殖条件下，能满足这一要求。其次，老鼠繁殖周期快，质量小，对各种刺激的敏感性较强，且容易标记。所以药物或现象在它的身上可以比较快的显示出来。这样就大大缩短了科学家实验的时间成本。

⑹ 实验室死掉的小白鼠应当如何处理

我认为应该好好安葬它们，毕竟是为了人类牺牲的，给它们立个碑。

我做过实验的小白鼠都是统一放到一个桶里的。会有实验员统一回收，和其他几位一样，冷冻后焚烧，其实医学院据说也是这样处理用完的人尸体的。肢解，冷冻，焚烧。我校生科学院自己就有处理的实验室和专员。

对大鼠眼底取血可以重复多次，但是小鼠太小血量也少，即使眼底取血基本取一次也就过去了，所以许多地方干脆就摘除眼球取血，简单快速保证取完能死动物也少受罪，这也是正常的标准操作了啦。

装入自封袋，标记好信息，比如什么实验，处死日期，操作者等必要信息，然后分类冻存于-80冰箱，之后统一焚化处理。然后埋葬。

⑺ 大鼠的处死方法

小动物的处死方法 以下几种方法适用于大鼠、小鼠这类小动物。
（1）脊椎脱臼法：是将动物的颈椎脱臼，断开脊髓使动物致死。左手拇指与食指用力向下按住鼠头，右手抓住鼠尾用力向后拉，鼠便立即死亡。这是最常用的一种方法。
（2）急性大失血法：可将眼球摘除导致大量失血致死。
（3）击打法：右手抓住鼠尾提起，用力撞击其头部，鼠痉挛后立即死亡。用小木槌击打鼠头部也可致死。
（4）断头法：给小鼠断头时，可用左手拇指和食指夹住小鼠的肩胛部，固定。右手拿剪刀迅速将头剪断。给大鼠断头时，实验者应戴上棉纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。
（5）可将浸有乙醚或氯仿的棉球连同小动物一起密封于玻璃容器内麻醉。

⑻ 动物学实验的实验动物常见的处理方法

一、编号
实验动物常需要标记以示区别。编号的方法很多，根据动物的种类数量和观察时间长短等因素来选择合适的标记方法。
(一)挂牌法：将号码烙压在圆形或方形金属牌上(最好用铝或不锈钢的,它可长期使用不生锈),或将号码按实验分组编号烙在栓动物颈部的皮带上，将此颈圈固定在动物颈部。该法适用于狗等大型动物。
(二)打号法：用刺数钳(又称耳号钳)将号码打在动物耳朵上。打号前用蘸有酒精的棉球擦净耳朵，用耳号钳刺上号码，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。该法适用于耳朵比较大的兔、狗等动物。
(三)针刺法：用七号或八号针头蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等处刺入皮下，在受刺部位留有一黑色标记。该法适用于大小鼠、豚鼠等。在实验动物数量少的情况下，也可用于兔、狗等动物。
(四)化学药品涂染动物被毛法：经常应用的涂染化学药品有
涂染红色：0.5%中性红或品红溶液
涂染黄色：3-5%苦味酸溶液
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液
根据实验分组编号的需要，可用一种化学药品涂染实验动物动物背部被毛就可以。如果实验动物数量较多，则可以选择两种染料。该方法对于实验周期短的实验动物较合适，时间长了染料易退掉；对于哺乳期的子畜也不适合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：该法适用于大、中型动物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在动物一侧或背部剪出号码，此法编号清楚可靠，但只适于短期观察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔机在兔耳一定位置打一小孔来表示一定的号码。如用剪子剪缺口,应在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出来。该法可以编至1～ 9999号，此种方法常在饲养大量动物时作为终身号采用。
二、分组
(一)分组的原则：进行动物实验时，经常需要将选择好的实验动物按研究的需要分成若干组。动物分组应按随机分配的原则，使每只动物都有同等机会被分配到各个实验组与对照组中去，以避免各组之间的差别,影响实验结果，特别是进行准确的统计检验,必须在随机分组的基础上进行。
每组动物数量应按实验周期长短、实验类型及统计学要求而定。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然死亡和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。
(二)建立对照组：分组时应建立对照组。1.自身对照组：是指实验数据而言。实验动物本身在实验处理前、后两个阶段的各项相关数据就分别是对照组和实验组的实验结果，此法可排除生物间的个体差异。2.平行对照组：有正对照组和负对照组两种。给实验组动物某种处理，而给正对照组用同样方法进行处理，但并不采用实验所要求的药物或手段，负对照组则不给任何处理。3.具体分组时，应避免人为因素, 随机把所有的动物进行编号，然后令其双数为A组(实验组),单数为B组(对照组)即可或反之。如果要分若干个组时，应该用随机数字表示进行完全随机分组。 一、实验动物的除毛
在动物实验中，被毛有时会影响实验操作与观察，因此必须除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脱毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是将动物固定后，先用蘸有水的纱布把被毛浸湿，再用剪毛剪刀紧贴皮肤剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮肤。剪下的毛应集中放在一容器内，防止到处飞扬。给狗、羊等动物采血或新生乳牛放血制备血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳缘静脉注射或尾静脉注射时常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去动物被毛的方法。如动物被毛较长，先要用剪刀将其剪短，再用刷子蘸温肥皂水将剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法适用于暴露外科手术区。
(四)脱毛法：脱毛法是用化学药品脱去动物被毛的方法。首先将被毛剪短，然后用棉球蘸取脱毛剂，在所需部位涂一薄层，2～3分钟后用温水洗去脱落的被毛，用纱布擦干，再涂一层油脂即可。
适用于狗等大动物的脱毛剂配方为：硫化钠10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
适用于兔、鼠等动物的脱毛剂的配方为：1. 硫化钠3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加适量水调成糊状；2. 硫化钠8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化钠8g溶于100ml水中。
二、实验动物的给药
在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
(一)注射给药法
1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。 如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
(二)经口给药法
1. 口服法：把药物放入饲料或溶于饮水中让动物自动摄取。此法优点在于简单方便，缺点是不能保证剂量准确。一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
2. 灌胃法：在急性实验中,多采用灌胃法。此法剂量准确。灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
(三)其它途径给药方法
1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。兔直肠内给药时,常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。

⑼ 处死小鼠都有哪些方法

很多方法
主要看实验目的
常用的是注射及敲击