㈠ 动物细胞培养可利用显微镜直接计数或稀释涂布平板法。怎么错了，正确的应是什么计数方法都有哪些
动物细胞培养采用的计数方法：
1、血球计数板计数
2、自动细胞计数器计数
3、结晶紫染色细胞核计数法
4、MTT染色计数
㈡ 小白鼠采血三种方法的优缺点，谢谢！
1.采血部位：眼眶采血
采血方法：将鼠固定在实验台边缘，左手抓紧鼠颈部皮肤固定头部，并轻轻向下压迫颈两侧，使眼球充血。用事先准备好的10号金属针头顶端(针尖斜面朝内)垂直插入内眦并向眼底方向转动以便切开静脉丛，血液便会连续不断地滴入采血管。用此法大约可取3~5mL血液。取血完毕，立刻用脱脂棉压迫止血。
优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采到3~5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。
缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。另外，多次使用易引起大鼠的感染。对后续试验结果存在一定影响。
2.摘眼采血：鼠可以眼球取血，需要多多练习。一般来说，可以三人配合取血。取血前不需麻醉，用眼科剪剪掉大鼠的胡须（胡须过长，血液滴下的时候容易沾在胡须上，既浪费，又造成溶血，故应剪掉）。
所需器械：眼科小剪、眼科弯镊、止血钳。
一人抓大鼠并用眼科弯镊摘眼球，一人用止血钳夹住大鼠的嘴部以固定大鼠头部，另一个人拿试管接血。
大鼠在挣扎过程中，很容易导致血液丢失，因此固定头部很重要，否则只有眼看着血液乱飞，却不入试管。摘眼球也需要技巧，否则眼球摘下来了，而血液却不流出来，应多多练习
优缺点不太清楚啊，只知道我一个学长摘眼球的时候被咬了一口，挺残忍的
3.采血部位：心脏取血（其实这个一般用在家兔）
采血方法：将实验动物做仰卧有助手固定，术者在其左前肢腋下处剪毛及消毒。在胸部心脏跳动最明显处，用一寸长的12好针头直刺心脏，感到以针头跳动或有血液内流动时。即可抽血。一次可采血15-20ml
优点：抽血快，血液不易凝集，心区面积大, 进针准确性较高, 易一针见血, 且采血量能满足大量试验需要
缺点：心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血。
3‘.采血部位：心脏采血（剪开皮肤）
采血方法：从胸部正中剪开皮肤2.0~2.5cm。暴露肋骨和肌肉。左手拇指和食指从胸廓两则挤压，以确定心脏的位置，此时可触摸到心尖的搏动。然后拇指松开，右手持注射器（7号针头），在胸骨左侧（对操作者来说是右侧），离胸骨0.5cm的第三肋和第四肋之间进针，并使针头与肋骨侧成90°左右的夹角。进针的深度为2cm左右（根据动物大小而定）。进针时用左手拇指和食指夹住心脏博动的位置，使之固定，进针要快。若针头进入心室，由于压力的原因血液会自动进入针管，抽起来很容易。若进针过深，就一边回退一边抽。若进针过浅，可感觉到针头随心脏的博动而摇动，这时可再进深一些。
优点：采血量大，样本质量可靠。
缺点 ：不能保证完全是动脉血，因进针的方向或操作问题亦可采出静脉血。另外，应用本采血方法后，有部分鼠可造成死亡，因此不适合对动静脉血有严格要求的实验研究，亦不适用于试验中间过程的采样。
㈢ 小鼠取血的方法有哪几种
主要有三类方法：
1
、少量取血：鼠尾采血法
——
固定动物并露出鼠尾，将尾部侵入
45-50
度温水中数分钟，
使静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦拭消毒。剪掉尾尖约
0.2-0.3cm
。拭去第一滴血。然后
用毛细管定量吸取尾血。采血完毕用棉球压迫止血
2
、中等量取血：眼眶静脉丛采血
——
左手拇指及食指紧紧握住小鼠颈部，压迫颈部两侧使
眶后静脉丛充血，
但用力要恰当，
防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦
部以
45
度角刺入，刺入深度为
2-3mm
。若遇阻力稍后调整角度后再刺入，如穿刺恰当，血
液能自然流入毛细管内。得到血厚，即除去颈部压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血
3
、大量采血：断头采血
——
用于动物实验结束后。左手握住小鼠，右手持剪刀，快速剪掉
头颈部，倒立动物让血液滴入容器。注意防止断毛落入
㈣ 对实验动物采血的要求
1.小鼠和大鼠采血
（1）眼眶取血：将小鼠抓牢固定，用拇指和食指将眼部皮肤扒开，使眼球充分突出，眼窝内眦处为眼静脉窦。将毛细管由此刺入，捻转，轻轻外提，使血液充满毛细管，采血后用一块干纱布将眼合上数分钟以止血。小鼠每次采血0.2～0.3mL，大鼠为0.5～1.0mL。
（2）剪尾采血：固定动物，将尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5～10mm（大鼠），然后自尾根部向尖部按摩，血即自尾尖流出。如需较多血也可先将尾浸于近50℃的热水中，再剪去尾尖。采血后用胶布包扎尾尖进行压迫止血。由于鼠血凝集快，需要全血应事先置抗凝剂于采血管中，如用血球悬液，应立即与生理盐水混合。小鼠可取血0.1mL，大鼠可取0.3～0.5mL。
（3）断头取血：断头时，左手抓鼠，右手持剪刀于颈部迅速剪掉鼠头，立即将鼠颈向下，血液即可流入已准备好的容器中
（4）腹主动脉采血：将动物麻醉，仰卧固定，从腹中线切开皮肤，暴露腹主动脉，用注射器抽取血液。
（5）股动（静）脉采血：将动物麻醉固定后，进行一侧腹股沟动、静脉分离手术，血管下方分别穿一根丝线，左手提起血管，右手持注射器将针平行刺入血管内取血。
（6）心脏采血：动物麻醉后，仰卧固定于鼠板上，在左胸侧第三、四肋间，用左手食指触摸到心搏动处，右手持注射器垂直刺入心脏，抽取所需血量。小鼠取0.5～0.6mL，大鼠取0.8～1.2mL。
2.家兔采血
（1）耳中央动脉采血：将兔固定后，在兔耳中央有一条粗而鲜艳的中央动脉。左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉末端向心方向刺入动脉，慢慢回抽针芯，动脉血立即进入针筒，一次可取血15 mL。
（2）耳缘静脉采血：拔去耳缘部被毛，用灯泡照射加热耳朵或以75%酒精涂擦局部，使静脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热后用小血管夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静脉，血液可自动流出，一般可采血2～3mL。取血后棉球压迫止血。
（3）心脏采血：操作同鼠类。兔一次最多采血25mL。
（4）股静脉、颈静脉采血：做股静脉、颈静脉分离术，然后采血。
㈤ 血细胞计数法显微计数法稀释涂布平板法适应哪些生生物
您好：（1）血球计数法：医学上常用来计数红细胞，白细胞等而得名，也常用于计算一些细菌，真菌，酵母等微生物的数量。血球计数板是一种常用的细胞计数工具。显微镜计数法即血球计数法
（2）稀释涂布平板法：微生物学实验中的一种操作方法。
由于将含菌材料现加到还较烫的培养基中再倒平板易造成某些热敏感菌的死亡，而且采用稀释倒平台法也会使一些严格好氧菌因被固定在琼脂中间缺乏氧气而影响其生长，因此在微生物学研究中更常用的纯种分离方法是涂布平板法。
如果对您有帮助，麻烦点下采纳，谢谢鼓励~
㈥ 动物抽血抽什么部位
大型动物，如牛马可以抽颈下静脉血，鸡鸭可以抽翅膀下血管
㈦ 怎样给病犬作红细胞计数
红细胞计数是指计算每立方毫米血液内所含红细胞的数目。临床上在诊断犬有无贫血或对贫血进行形态学分类时，常需作红细胞计数。
计算红细胞的方法主要有显微镜计数法、光电比浊法和电子计数仪计数法等，但目前较常用的则是显微镜计数法。
显微镜计数法的主要器械为血细胞计算器。它由1块计数板和两个血液稀管所组成（亦用于白细胞计数）。计数板被双线分为9个大方格，每大方格长和宽均为1毫米，深为1/10毫米，其容积为0.1立方毫米。四角的4个大方格又分别划为16个中方格，供白细胞计数用；中央的1个大方格又纵横用双线划分为25个中方格，每个中方格再分为16个小方格，共计400个小方格，供红细胞计数用。血液稀释管两端细，中间有1个壶腹，壶腹内有1小玻璃珠，供混合液用。稀释管一端刻有0.5和1，为吸血管的两个标记。壶腹上端刻有11的是计算白血细胞数用，刻有101的是计算红细胞数用。末端连接胶皮管，以便吸取血液。
红细胞计数的操作方法是先将1盖玻片紧密盖在干净的计数池上（倾倒计数板时，盖玻片不致滑落为度）。然后把计数板置于显微镜的载物台上，在低倍镜下找到计数池备用。接着用红细胞稀释管吸取血液至0.5处，用纱布拭净管外的血液，然后吸稀释液（常用的稀释液为0.85%生理盐水）至刻度101处，则血液为200倍稀释，并以拇指和中指堵住稀释管的两端，将稀释管上的橡皮管夹于中指与无名指之间，水平摇动10余次，以便充分混合。血液混合好之后，先吹出2～3滴，再迅速把稀释管的尖端靠近盖玻片的边缘，滴1小滴，则液体在盖玻片下迅速扩散，充满计数池，静置2～3分钟后，待红细胞在计数池内全部下沉后开始计数。计数红细胞用高倍镜，一般计数5个中方格内的红细胞数。通常数计数池的四角的4个，中央的1个共5个中方格内的红细胞数。红细胞在高倍镜下呈圆形，淡黄色，发亮。计数时，要按一定的顺序进行，以免数重或漏计。对压在线上的红细胞，一般数左不数右，数上不数下，以免重复数。计数时须注意，任何两个中方格内的红细胞数，相差不能超过20个，超过了就是红细胞在计数池内分布不均，必须重做。最后，将5个中方格内的红细胞总数乘以10000，即为每立方毫米血液内的红细胞数。健康犬红细胞数平均值为970万/立方毫米。
计数红细胞，有助于一些疾病的确诊。当相对红细胞增多时，则由血浆减少、血液浓缩所引起，常见于重剧腹泻、呕吐、饮水不足或脱水等；而绝对红细胞增多则是红细胞增生活跃的结果，常见于缺氧、充血性心力衰竭、慢性肺气肿和肺肿瘤等。红细胞减少见于各种贫血，根据其形态可了解贫血的种类，如红细胞大小不均，且大红细胞增多，可见于营养不良性贫血；而小红细胞特别多时，则多为缺铁性贫血；若红细胞形态不整，呈梨形、星状等，多见于重症贫血；呈串钱状，则见于炎症和一些肿瘤性疾病。
㈧ 血细胞怎么做计数实验
实验
目的原理 了解血细胞计数的原理并掌握红细胞、白细胞、血小板计数的方法，红细胞计数结果结合血红蛋白值还可以计算出红细胞平均血红蛋白量(MCH)可作为生理机能检查和临床诊断的指标。用相应的稀释液将血液稀释若干倍(另有抗凝、固定、着色作用)，置于计数室中，在显微镜下计数一定容积内的血细胞数。 稀释血液有血细胞吸管法和试管法，本实验采用后者。
实验对象与用品 鸡或家兔。血细胞计数板、专用盖玻片、吸血管、显微镜、手揿计数机、血细胞稀释液、拭镜纸、毛笔。
方法步骤
(一)熟悉计数室
血细胞计数板系一长方形厚玻片，常用的改良牛氏(Improved-Neubauer) 计数板在中央横沟的两边各有一计数室，两计数室结构完全相同。计数室较两边的盖玻片支柱低0.1毫米。因此，放上盖玻片时，计数板与其间距即计数室空间的高为0.1毫米(图8-1)。在低倍显微镜下可见计数室被双线划分成９个边长为１毫米的大方格。四角的大方格又各分为１６个中方格，这是用来计数白细胞的。中央大方格被划分为２５个中方格，每一中方格又划分成１６个小方格(图8－2称２５×１６，也有的计数板为１６×２５的，小方格面积一致)。中央大方格的四角及中心５个中方格(１６×２５者则为四角上的中方格)为红细胞或血小板计数范围。
(二)红细胞计数
先用试管稀释法制备禽类血细胞悬液：将禽类红细胞稀释液Ⅰ、Ⅱ分别置水浴锅中预热到４１～４２℃，取Ⅰ液１mL于试管中，用吸血管加入新鲜鸡血(或肝素抗凝血)２０霯，再加入Ⅱ液１mL混匀，置该水浴锅中保温５０s左右，置室温，即为待检的血细胞悬液。可用于充液计数。取干洁的计数板，置于水平的显微镜载物台上，盖上盖玻片，使两侧各空出少许。摇匀血细胞悬液，用滴管吸取，将滴管尖轻轻置于盖玻片边缘外，让滴出的血细胞悬液凭毛细管作用吸入计数室内，刚好充满计数室为宜(图8－3)。静置２min后计数，先用低倍镜观察，不均匀则抛弃。计数时用虹彩、集光器、反光镜等调节入射光角度和强度，认清 计数室位置。采用“由上至下，由左至右，顺序如弓”的顺序，对压边线细胞采取“数上不数下，数左不数右”的原则(图8～4)。依次计数并记录５个中方格中分别有多少个红细胞。
(三)血小板计数
采取血液并立即与抗凝剂混合(由于血小板具有趋向于凝集和粘附于异物表面的特性)。以血小板稀释液(１０％EDTANa2 １０mL与０.８％NaCl９０mL组成)将血液稀释２００倍，混匀后滴入血细胞计数室内，静置１５min，待血小板下沉后。于高倍镜下计数(同红细胞 计数)。在高倍镜下血小板呈椭圆形、圆形或不规则的折光小体分布于红细胞间，注意与杂质相区别。也可用复方尿素稀释液稀释血液，应静置２０min以上，待红细胞充分溶解后再充液计数。
(四)计算
按计数室构造及血液稀释倍数,将血细胞计数结果换算成每立方毫米中血细胞的个数。以每１００mL血液中的血红蛋白量（g）乘以１０再除以红细胞数（106/mm3）得红细胞平均血红蛋白量（MCN，单位μμg）。
(五)仪器洗涤
计数板、盖玻片和测定管用清水冲洗，再用绸布或细布沾干。
要求与思考题
１.计算结果，报告中简要说明计算过程。求出本组同学测定的均值并评价之。
２.了解各类稀释液成分，分析各物质的作用。
注意事项
１.充液前应充分混匀血细胞悬液，充液要连续、适量，充液后应待血细胞下沉后再计
数。
２.计数板、盖玻片、吸血管及测定管等用过后必须立即按要求洗涤干净。
组织建议 将相同类型的计数板集中在一个组内，便于指导。本实验属于基本操作，各位朋友均应独立操作得出结果。
附注：
1.本法可同时计数禽类白细胞数，计算方法也类似。
2.禽类血细胞稀释液为：
Ⅰ液
中性红 25.0mg
NaCl 0.9g
加蒸馏水至100.0mL
Ⅱ液
结晶紫 12.0mg
柠檬酸钠 3.8g
福尔马林 0.8mL
加蒸馏水至100.0mL
3.哺乳类红细胞稀释液可用生理盐水或阿扬(Hayem)氏液(NaCl 1g，Na2SO4·10H2O 5g，HgCl2 0.5，加蒸馏水至200mL过滤)。白细胞稀释液成分为冰醋酸0.1mL，1%龙胆紫1mL加蒸馏水至100mL，或直接用2%醋酸溶液。
4.血小板复方尿素稀释液配方为：尿素10g，柠檬酸钠0.5g，甲醛0.1mL，加蒸馏水到100mL，混合，待完全溶解后过滤。置冰箱内可保存1～2周。