常用转染的方法有哪些

㈠ 转染试剂的简介

哺乳动物的转染技术在60年代末70年代初即已引入。
目前, 将外源DNA 导入哺乳动物细胞的方法大致可分为两大类，即生物方法和物理化学方法。物理化学方法中常用的有磷酸钙法、显微注射、电穿孔、脂质体介导的转染，以及最近出现的以高分子聚合物为载体的基因传递技术。生物方法则主要是以病毒作为载体,通过病毒感染的方式将外源DNA 导入到细胞中, 其中以逆转录病毒及腺病毒转染系统最为常用。
其中病毒载体的特点是整和效率高, 可使外源基因在宿主细胞中长期表达，缺点是存在潜在的安全危险性。电穿孔法及显微注射法的特点是转染率较高，缺点是需要昂贵的仪器，前者对细胞的损伤较大，后者在导入DNA 时需要一个细胞一个细胞地注射，不适合大量细胞研究的需要。
磷酸钙在良好的转染条件下，可以在293T等细胞的转染达到较高的转染效率。但磷酸钙转染有一个突出的问题，非常不稳定，尤其受PH值的影响非常大，在实验中使用的每种试剂都必须小心校准，保证质量，因为甚至偏离最优条件十分之一个PH都可能导致磷酸钙转染的失败，经常即使最熟练的转染实验者也不能保证每次磷酸钙转染的成功，他们可能经常为莫名其妙的转染失败而沮丧。同时，他们还经常发现，往往小体积的转染比如6孔板以下的转染效果比较理想，可一换到大皿，经常转染效率下降很快。磷酸钙的先天缺陷往往是实验梗阻的主要原因。

㈡ 将目的基因导入受体细胞常用方法

可通过物汪转染的方法将目的基因导入受体细胞；包括化学转染罩猜仔法：1.DEAE-葡聚糖法，兆嫌2.磷酸钙法，3.人工脂质体和物理方法：①显微注射②电穿孔③基因枪等；此外还可通过辅助载体（如病毒）将目的基因导入到宿主细胞。

㈢ 为什么原代培养的细胞难转染适合原代细胞转染的方法有哪些

对原代培养的细胞，可以采用一下方法：
非病毒载体，选择比较好的转染试剂，推荐QIAGEN的superfect转染试剂，对原代细胞还可以。

采用电转。理论上任何细胞都可以通过电转，不足之处：需要电转仪器，缓冲液非常有讲究，不同细胞条件要自己摸索，细胞电转后，状态很不好。

DEAE-葡聚糖：这是早在1965年出现的转染方法。带正电的DEAE-葡聚糖或polybrene多聚体可以结合带负电的DNA分子，使得DNA复合物结合在带负电的细胞表面。通过使用DMSO或甘油获得的渗透休克，也可能是细胞内吞作用使得DNA复合体进入细胞。DEAE-葡聚糖仅限于瞬时转染，可重复性好，转染时要除掉血清。

磷酸钙共沉淀转染：最早在1973年开始采用。氯化钙+DNA+磷酸缓冲液按一定的比例混和，形成极小的磷酸钙-DNA复合物沉淀黏附在细胞膜表面，借助内吞作用进入细胞质。沉淀颗粒的大小和质量对于转染的成功至关重要，pH值、钙离子浓度、DNA浓度、沉淀反应时间、细胞孵育时间乃至各组分加入顺序和混合的方式都可能对结果产生影响，重复性不佳。此法较易得到稳定转染，但转染原代细胞比较困难。

电穿孔法：通过短暂的高电场电脉冲处理细胞，沿细胞膜的电压差异会导致细胞膜的暂时穿孔。DNA被认为是穿过孔扩散到细胞内的。电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞。理论上说电穿孔法可用于各种细胞，且不需要另外采购特殊试剂，但需要昂贵的电转仪。此法每次转染需要更多的细胞和DNA，因为细胞的死亡率高。每种细胞电转的条件都需要进行多次优化。

脂质体法：中性脂质体是利用脂质膜包裹DNA，借助脂质膜将DNA导入细胞膜内。带正电的阳离子脂质体则不同，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物，从而吸附到带负电的细胞膜表面，经过内吞被导入细胞。脂质体法始于1987年，此法的出现使得转染效率、转染的稳定性和可重复性大大提高。阳离子脂质体细胞毒性相对较高，对不同的细胞可能会干扰细胞的代谢。

非脂质体的脂质：新一代的脂质体技术，其与DNA结合形成胶束结构而非简单的双层膜结构，使DNA的传递更有效且细胞毒性明显降低。

活化的树状聚合物：该聚合物的高度树状分枝形成球形结构，借助每个球体无数活化的氨基末端凝聚在DNA上形成较为致密的结构，并吸附在细胞膜上，经内吞进入细胞。活化的氨基可以调节胞内溶酶体pH值，抑制降解活性，使DNA稳定存在。转染效率高，毒性低，可重复性好。血清的存在能显着提高转染效率。

病毒介导的感染：感染需要将目的基因克隆到特定的病毒体系中，经过包装细胞的包装得到改造后的病毒，再进行感染。优点是转染效率特别高，尤其是难以转染的原代细胞、活体细胞。

㈣ 转染的分类

包括：
1.DEAE-葡聚糖法
DEAE-葡聚糖是最早应用哺乳动物细胞转染试剂之一，DEAE-葡聚糖是阳离子多聚物，它与带负电的核酸结合后接近细胞膜而被摄取，用DEAE-葡聚糖转染成功地应用于瞬时表达的研究，但用于稳定转染却不是十分可靠。
2.磷酸钙法
磷酸钙法是磷酸钙共沉淀转染法，因为试剂易取得，价格便宜而被广泛用于瞬时转染和稳定转染的研究，先将DNA和氯化钙混合，然后加入到PBS中慢慢形成DNA磷酸钙沉淀，最后把含有沉淀的混悬液加到培养的细胞上，通过细胞胞膜的内吞作用摄入DNA。磷酸钙似乎还通过抑制血清中和细胞内的核酸酶活性而保护外源DNA免受降解.
3.人工脂质体法。
人工脂质体法采用阳离子脂质体，具有较高的转染效率，不但可以转染其他化学方法不易转染的细胞系，而且还能转染从寡核苷酸到人工酵母染色体不同长度的DNA，以及RNA,和蛋白质。此外，脂质体体外转染同时适用于瞬时表达和稳定表达，与以往不同的是脂质体还可以介导DNA和RNA转入动物和人的体内用于基因治疗。LipoFiterTM脂质体转染试剂()是一种适合于把质粒或其它形式的核酸,以及核酸蛋白复合物转染到培养的真核细胞中的高效阳离子脂质体转染试剂。它可以和带负电荷的核酸结合后形成复合物，当复合物接近细胞膜时被内吞成为内体进入细胞质，随后DNA复合物被释放进入细胞核内，至于DNA是如何穿过核膜的，其机理目前还不十分清楚。 外源基因进入细胞主要有四种方法：电击法、磷酸钙法、脂质体介导法和病毒介导法。电击法是在细胞上短时间暂时性的穿孔让外源质粒进入；磷酸钙法和脂质体法是利用不同的载体物质携带质粒通过直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因进入细胞；病毒法是利用包装了外源基因的病毒感染细胞的方法使得其进入细胞。但是由于电击法和磷酸钙法的实验条件控制较严、难度较大；病毒法的前期准备较复杂、而且可能对于细胞有较大影响；所以现在对于很多普通细胞系，一般的瞬时转染方法多采用脂质体法。
利用脂质体转染法最重要的就是防止其毒性，因此脂质体与质粒的比例，细胞密度以及转染的时间长短和培养基中血清的含量都是影响转染效率的重要问题，通过实验摸索的合适转染条件对于效率的提高有巨大的作用。 （1）材料
293T细胞、MyoD表达质粒和EGFP表达质粒、DMEM培养基、链霉素/青霉素（双抗）、FCS（小牛血清）、PBS（磷酸盐缓冲溶液）、胰酶/EDTA消化液、转染试剂（TransFast）
（2）器材
20ul/200ul/1ml微量移液器和Tip头酒精灯、废液缸、血球计数板、涡旋振荡器、恒温水浴箱、台式离心机、35mm培养皿、转染管、15ml离心管、观察用倒置显微镜荧光显微镜和CCD 细胞传代
(1)试验准备：200ul/1mlTip头各一盒（以上物品均需高压灭菌），酒精棉球，废液缸，试管架，微量移液器，记号笔，培养皿，离心管。
(2)弃掉培养皿中的培养基，用1ml的PBS溶液洗涤两次。
(3)用Tip头加入1mlTrypsin液，消化1分钟（37。C，5%CO2)。用手轻拍培养瓶壁，观察到细胞完全从壁上脱落下来为止。
(4)加入1ml的含血清培养基终止反应。
(5)用Tip头多次吹吸，使细胞完全分散开。
(6)将培养液装入离心管中，1000rpm离心5min。
(7)用培养液重悬细胞，细胞计数后选择0.8X106个细胞加入一个35mm培养皿。
(8)将合适体积完全培养液加入离心管中，混匀细胞后轻轻加入培养皿中，使其均匀分布。
(9)将培养皿转入CO2培养箱中培养，第二天转染。
细胞转染
1）转染试剂的准备
A.将400ul去核酸酶水加入管中，震荡10秒钟，溶解脂状物。
B.震荡后将试剂放在－20摄氏度保存，使用前还需震荡。
2）选择合适的混合比例（1：1－1：2/脂质体体积：DNA质量）来转染细胞。在一个转染管中加入合适体积的无血清培养基。加入合适质量的MyoD或者EGFP的DNA，震荡后在加入合适体积的转染试剂，再次震荡。
5）将混合液在室温放置10—15分钟。
6)吸去培养板中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。
7）加入混合液，将细胞放回培养箱中培养一个小时。
8）到时后，根据细胞种类决定是否移除混合液，之后加入完全培养基继续培养24－48小时。
第二次细胞传代
1） 在转染后24小时，观察实验结果并记录绿色荧光蛋白表达情况。
2） 再次进行细胞传代，按照免疫染色合适的密度0.8X105个细胞/35mm培养皿将细胞重新放入培养皿中。
3） 在正常条件下培养24小时后按照染色要求条件固定。