检测pcr扩增出来的方法

1. PCR实验方法步骤

PCR在分子克隆和DNA分析中有多种用途，下面小编就向大家介绍PCR实验方法步骤：

方法

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  在冰浴中，按以下次序将各成分加入一无菌0.5ml离心管中。

  10×PCR buffer

  5 μl dNTP mix （2mM）

  4 μl 引物1（10pM）

  2 μl 引物2（10pM）

  2 μl Taq酶 （2U/μl）

  1 μl DNA模板（50ng-1μg/μl）

  1 μl 加ddH2O至 50 μl

  视PCR仪有无热盖，不加或添加石蜡油。
  

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2. PCR产物的检测方法有哪些

PCR产物的检测方法：

1. 琼脂糖凝胶电泳

   这是实验室最常用的方法，简便易行，只需少量DNA即可进行实验。其原理是不同大小的DNA分子通过琼脂糖凝胶时，由于泳动速度不同而被分离，经溴化乙锭（EB）染色，在紫外光照射下DNA分子发出荧光而判定其分子的大小。

   用于电泳检测PCR产物的琼脂糖浓度常为1%—2%，应该使用纯度高的电泳纯级琼脂糖，这种琼脂糖已除去了荧光抑制剂及核酸酶等杂质。

   （1）制胶

   琼脂糖凝胶厚度约为3~5mm。过薄则加样孔样品会溢出来，过厚观察时荧光穿透不强以至有些小片段DNA带型不易分辨。如配制2%凝胶100ml，称取琼脂糖2g于三角瓶中，加入100ml0.5×TBE液，微波炉加热2-5min，使琼脂糖完全溶解（注意不要暴沸），置室温等温度下降至60℃时，加入终浓度0.5μg/ml的EB液，充分混匀后倒板（注意排除气体）。

   （2）加样和电泳

   上样时一般取PCR反应液5~10μl，加入3μl溴酚兰液，充分混匀，加入凝胶加样孔中。电泳仪可用一般稳压可调中压电泳仪，电泳工作液为0.5×TBE液，接通电源，使样品由负极向正极移动。60-100V恒压电泳约30-60分钟。

   （3）检测

   将凝胶板放在紫外透射仪的石英玻璃台上进行检测，DNA产物与荧光染料EB形成橙黄色荧光复合物。观察各泳道是否有橙黄色荧光带出现，并与扩增时所设的阳性对照比较，判断阳性或阴性结果。也可在电泳时以标准分子量作对照，判断其扩增片段是否与设计的大小相一致。

2. 聚丙烯酰胺凝胶电泳

   聚丙烯酰胺凝胶电泳比琼脂糖凝胶电泳繁琐，但在引物纯化、PCR扩增指纹图、多重PCR扩增、PCR扩增产物的酶切限制性长度多态性分析时常用到。

   聚丙烯酰胺凝胶电泳分辨DNA片段的有效范围：

   (1)制胶
   

   在两块制胶玻璃板中间放上垫片，放上制胶架，拧紧制胶螺丝夹紧玻璃板。

   制备适量合适浓度的凝胶，使之略多于胶板。制备100μl体积凝胶的配制方法见下表。

   不同浓度（%）聚丙酰胺凝胶的制法：

   
   

   

   
   

   在加入TEMED和10%过硫酸铵后，立即混匀，倒入放置45℃角的玻璃板内，完全注满（注意不要有气泡），迅速将玻璃板放置水平位置。立即放成型梳子于腔顶并夹紧，待30-60分钟胶聚合后，取下胶板，放入电泳槽中固定。

   （2）加样和电泳

   上下槽中加入1×TBE电泳缓冲液，溢过加样孔，拔出梳子，排出加样孔中的气泡，将PCR产物或限制性内切酶消化产物2与1上样缓冲液混匀，用微量注射器加入加样孔底部，使样品在孔底成一层，两侧孔中加入标准分子量的DNAMarker。

   以2-10V/cm电压电泳，电泳时间足够长，使片断足以分开，待指示剂走到适宜位置时关闭电源，将胶片取出。

   （3）银染

   分开两块玻璃板，将凝胶片放入100ml银染固定液中振荡15min，双蒸水洗3次，每次2min，然后将凝胶片转入100ml0.2%的AgNO3中于摇床上染色约10min，吸去AgNO3液，用双蒸水洗3次，每次30s，加入100ml显色液约7-10min，待DNA带显示清除时，吸去显色液，加入固定液Na2CO3，静置2-3min，取出凝胶观察。

3. 科普讲堂|实时荧光定量PCR检测方法

聚合酶链式反应（PCR）是一种用于放大扩增特定的DNA片段的分子生物学技术，它可看作是生物体外的特殊DNA复制，PCR的最大特点是能将微量的DNA大幅增加。目前，PCR成为分子生物学研究必不可少的一部分。实时荧光定量PCR（Quantitative Real-time PCR）技术，是指在PCR反应体系中加入荧光基团，利用荧光信号积累实时监测整个PCR进程，最后通过标准曲线对模板进行定量分析的方法。该项技术可以对DNA、RNA样品进行相对定量、绝对定量和定性分析，提高了普通PCR技术的特异性和准确性，被广泛应用于基础研究、疾病诊断、农业检测和法医调查等领域。

一、常规PCR

利用DNA分子会在体外95°高温时会发生变性解旋变成单链，然后降温到60°C左右时引物会与单链DNA按碱基互补配对原则结合，接着再升高温度到72°C左右，即DNA聚合酶最适反应温度，DNA聚合酶会沿着磷酸到五碳糖（5'-3'）的方向合成相应的互补链，如此循环往复以达到DNA分子扩增的目的，常规PCR技术无法实现精确定量。

二、实时荧光定量PCR

如要对DNA、RNA样品进行精确定量研究，就需要采用实时荧光定量PCR，根据检测实时荧光PCR产物的方式不同，实时荧光定量PCR主要有DNA结合染料法、基于探针的化学法、淬灭染料引物法等类型。

1.  DNA 结合染料法

原理 ：应用一种带有荧光的、非特异的DNA结合染料检测PCR过程中积累的扩增产物。

应用于核算定量和基因表达验证。

优缺点： 它们的优点是可以对任何双链DNA 进行定量，不需要探针，具有相对高的灵敏度和可靠性，并且成本低，简单易用，缺点是它们能在反应中结合所有的DNA双链，其中包括在PCR过程中产生的引物二聚体或其他非特异产物。

染料法一般使用的是SYBR Green I染料，这是一种可以与双链DNA小沟结合的荧光染料，不会与单链DNA结合，并且在游离状态下几乎无荧光，只有与双链DNA结合才会发出荧光，因此将PCR扩增产生的双链DNA数量与荧光强度直接关联，产生实时监测的效果。

2.  基于探针的化学法

原理： 应用一个或多个荧光标记的寡核苷酸探针检测PCR扩增产物；依赖荧光能量共振传递检测特异性扩增产物。

应用于核酸定量、基因表达验证、等位基因鉴别、SNP分型、病原体和病毒检测、多重PCR。

优缺点： 探针法的鉴别能力远远大于DNA结合染料法，因为它们只与目的产物结合，从不与引物二聚体或其他非特异产物结合，缺点是它的合成价格高。

探针法中最常用的TaqMan探针是一种寡核苷酸探针，荧光基团连接在探针的5’末端，而淬灭基团则在3’末端，PCR扩增时在加入引物的同时加入探针，探针完整时，荧光信号被淬灭基团吸收，PCR扩增时，5’→3’外切酶活性将探针酶切降解，使荧光基团和淬灭基团分离，从而检测器可以接收到荧光信号。

3.  淬灭染料引物法

原理： 采用荧光标记引物扩增，从而使荧光标记基团直接掺入PCR扩增产物中，依赖荧光能量共振传递。

应用于核酸定量、基因表达验证、等位基因鉴别、SNP分型、病原体和病毒检测、多重PCR

优缺点：探针和目标片段的特异性结合产生荧光信号，因此减少了背景荧光和假阳性，还可进行多重PCR扩增，缺点是原料成本价格高

三、实时荧光PCR仪

实时荧光PCR系统包括热循环仪，用于荧光激发的光学系统以及用于收集荧光数据和管理分析的计算机软件，数据通过实时分析软件以图表的形式显示。

4. PCR扩增后的片段 用什么方法检测

聚合酶链式扩增反应。

通过电泳进行产物定量只是相对的大概估算，一般的marker都有这样的功能，比如你的产物小于2000bp的话，你在泳道加入5ul 的TAKARA的DL2000marker，其中最亮的一条带750bp含量约为150ng，其他的条带约为50ng，根据你的条带的明暗和marker进行比较，即可粗略的估算你的产物的量。

5. PCR产物的检测方法有哪些都有什么原理

1.琼脂糖凝胶电泳 同时点分子量marker,根据marker条带判断产物分子量大小,从而大致判断是不是你要的
2.酶切 已知你产物的序列,看上面有什么酶切位点,用一个酶或者两个酶切断,看与理论预测的条带数目和大小是否一致.一般检测有以上两步就行了,如果需要知道确切的需要进行3
3.测序 连接到pMD-18t 载体上,转到大肠杆菌中.拿到公司去测序,测序结果通过gene bank比对看与哪个基因一致,这种方法最准确
4.表达 pcr产物连到真核或者原核表达载体上,适宜条件表达出来以后的蛋白做质谱分析,看与理论产物表达的蛋白是否有一致的片段