蛋白活性檢測的常用方法

A. 蛋白葯物生物學活性檢測方法有哪些

一、MTT比色法檢測細胞活性
（一）原理
活細胞內線粒體琥珀酸脫氫酶能催化無色的MTT形成藍色的甲肷，其形成的量與活細胞數和功能狀態呈正相關。對細胞活力有影響的表達蛋白活性檢測可以通過MTT比色法進行。
（二）試劑准備
1、青鏈黴素溶液（100X）：青黴素100萬U，鏈黴素100萬U，溶於100mlddH2O中,抽濾除菌。
2、L15基礎培養基：1000mlL15培養基，加2g碳酸氫鈉，10ml 100X青鏈黴素，5mlHEPES。
3、MTT液：5mg/ml溶於L15基礎培養基。
4、SDS處理液：20gSDS，50μl二甲基甲醯胺，加雙蒸水50ml溶解。
5、L-多聚賴氨酸：50μg溶於1ml雙蒸水中。
6、L15基礎培養基溶解的不同濃度的蛋白液。
（三）操作步驟（以背根神經節細胞培養為例）
1、無菌條件下取新生一天的SD大鼠背根神經節（DRG）。
2、鏡下去除神經根和外膜，放入1ml 0.1%膠原酶中37℃消化30min，每5min搖勻一次。
3、洗去膠原酶，吹打分散後，接種於預先塗有L-多聚賴氨酸的96孔培養板中，每孔含100μl無血清L15培養基，細胞約800個。
4、實驗組分別加入純化的表達蛋白（分別以不同的蛋白濃度），陰性對照加入等體積表達蛋白的溶劑。
5、37℃ 5%CO2培養48hr後，每孔加入10μl MTT，37℃ 5%CO2孵育4hr。
6、加入100μl 20%的SDS處理液，37℃孵育20hr。
7、用EL×800微孔酶標儀測定OD570值，數據分析。

B. 怎樣檢測蛋白酶活性

在適宜條件下(溫度,pH),加入蛋清,若消失則有活性.

C. 一般採用什麼方法檢驗蛋白質即鑒定

一般用雙縮脲試劑鑒定，雙縮脲試劑可以和蛋白質發生紫色反應。

D. 蛋白濃度測定的方法具體有哪些

蛋白濃度測定的方法：

1. 紫外分光光度法

紫外光譜吸收法測定蛋白質含量是講蛋白質溶液直接在紫外分光光度計中測定的方法，不需要任何試劑，操作簡單且易回收。蛋白質溶液在280nm附近有強烈的吸收，這是由於蛋白質中酪氨酸、色氨酸殘基而引起的，所以光密度受這兩種氨基酸含量的支配。另外核蛋白或提取過程中雜有的核酸對測定結果引起極大誤差，其最大吸收在260nm。所以同時測定280及260nm兩種波長的吸光度，通過計算可得較為正確的蛋白質含量。

2. 雙縮脲法

利用半飽和硫酸銨或27.8％硫酸鈉——亞硫酸鈉可使血清球蛋白沉澱下來，而此時血清白蛋白仍處於溶解狀態，因此可把兩者分開，這種利用不同濃度的中性鹽分離蛋白的方法稱為鹽方法。鹽析分離蛋白質的方法不僅用於臨床醫學，而且還廣泛地用於生物化學研究工作中，如一些特殊蛋白質—酶、蛋白激素等的分離和純化。

蛋白質和雙縮脲一樣，在鹼性溶液中能與銅離子形成紫色絡合物（雙縮脲反應），且其呈色深淺與蛋白質的含量成正比，因此可於蛋白質的定量測定。

但必須注意，此反應並非蛋白質所特有，凡分子內有兩個或兩個以上的肽鍵的化合物以及分子內有—CH2—NH2等結構化合物，雙縮脲反應也呈陽性。本實驗用27.8％硫酸鈉—亞硫酸鈉溶液稀釋血清，取出一部分用雙縮脲反應測定蛋白質的含量，剩餘部分則用濾紙過濾，使析出的球蛋白與白蛋白分離，取出濾液用同一反應測定白蛋白的含量。總蛋白與白蛋白含量之差即球蛋白的含量。白蛋白與球蛋白之比即所謂的白／球比值。

3. Folin-酚試劑法

目前實驗室較多用Folin-酚法測定蛋白質含量，此法的特點是靈敏度高，較雙縮脲高兩個數量級，較紫外法略高，操作稍微麻煩，反應約在15分鍾有最大顯色，並最少可穩定幾個小時，其不足之處是干擾因素較多，有較多種類的物質都會影響測定結果的准確性。其原理是蛋白質中含有酚基的酪氨酸，可與酚試劑中的磷鉬鎢酸作用產生蘭色化合物，顏色深淺與蛋白含量成正比。

4. 考馬氏亮藍G-250

此方法是1976年Bradform建立。染料結合法測定蛋白質的優點是靈敏度較高，可檢測到微量蛋白，操作簡便、快迅，試劑配製極簡單，重復性好，但干擾因素多。考馬氏亮藍G－250具有紅色和青色兩種色調、在酸性溶液中游離狀度下為棕紅色，當它通過疏水作用與蛋白質結合後，變成藍色，最大吸收波長從465nm轉移到595nm處，在一定的范圍內，蛋白質含量與 595nm的吸光度成正比，測定595nm處光密度值的增加即可進行蛋白質的定量。

以上便是實驗室中常見的幾種蛋白濃度測定的方法，另外還有凱氏定氮法和BCA法，有凱氏定氮法結果最精確，但操作復雜，BCA法又以其試劑穩定，抗干擾能力較強，結果穩定，靈敏度高而受到歡迎。

E. 求助：蛋白酶酶活的測定方法

酶活測定方法 還原法
酶與底物在特定的條件下反應,酶可以促使底物釋放出還原性的基團。在此反應體系中添加化學試劑 ,酶促反應的產物可與該化學試劑發生反應,生成有色物質。通過在特定的波長下 比色 ,即可求 出還原產物的含量 ,從而計算出酶活力的大小 。
色原底物法
通過底物與特定的可溶性生色基團物質結合,合成人工底物。該底物與酶發生反應後 ,生色基團可被釋放出來 ,用分光光度法即可測定顏色的深淺,在與已知標准酶所做的曲線比較後 ,即可求出待測酶的活力。 粘度法
該法常用於測定纖維素酶、木聚糖酶和β-葡聚糖酶 的活力。木聚糖和β-葡聚糖溶液通常情況下可形成極高的粘度,當酶作用於粘性底物時木聚糖和β-葡聚糖會被切割成較小的分子使其粘度大 為降低。基 於Poiseuille定律我們知道 ,只要測定一定條件下溶劑和樣品溶液的運動粘度,便可計算特性粘數,並以此來判斷酶的活力。
高壓液相色譜法
酶與其底物在特定的條件下充分反應後 ,在一定的色譜條件下從反應體系中提取溶液進行色譜分析,認真記錄保留時間和色譜圖,測量各個樣的峰高和半峰高,計算出酶促反應生成物的含量 ,從而換算出酶活力的數值。
免疫學方法
常用 於酶活性分析的免疫學方法包括:免疫電泳法 、免疫凝膠擴散法。這兩種方法都是根據酶與其抗體之間可發生特定的沉澱反應 ,通過待測酶和標准酶的比較,最終確定酶活力。免疫學方法檢側度非常靈敏,可檢側出經過極度稀釋後樣品中的酶蛋白,但其缺點是不同廠家生產的酶產品需要有不同特定的抗體發生反應。
瓊脂凝膠擴散法
將酶作用的底物與瓊脂混合熔融後 ,倒入培養皿中或載波片上製成瓊脂平板。用打孔器在瓊脂平面上打出一個約4-5mm半徑 的小孔。在點加酶樣並培養24h以後 ,用染色劑顯色或用展開劑展開顯出水解區,利用水解直徑和酶活力關系測定酶活力。

F. 說明常用蛋白質測定方法的原理,並對各種方法加以比較

1、凱氏定氮法

准備4個50mL凱氏燒瓶並標號，想1、2號燒瓶中加入定量的蛋白質樣品，另外兩個燒瓶作為對照，在每個燒瓶中加入硫酸鉀-硫酸銅混合物，再加入濃硫酸，將4個燒瓶放到消化架上進行消化。

消化完畢後進行蒸餾，全部蒸餾完畢後用標准鹽酸滴定各燒瓶中收集的氨量，直至指示劑混合液由綠色變回淡紫紅色，即為滴定終點，結算出蛋白質含量。

2、雙縮脲法

雙縮脲法是第一個用比色法測定蛋白質濃度的方法，硫銨不幹擾顯色， Cu2+與蛋白質的肽鍵，以及酪氨酸殘基絡合，形成紫藍色絡合物，此物在540nm波長處有最大吸收。

利用標准蛋白溶液和雙縮脲試劑繪制標准曲線，將待測血清與硫酸鈉在待測試管中混合，並只加入硫酸鈉不含血清的試管作對照，將兩支試管加入等量的雙縮脲試劑，混合後於37℃環境中放置10分鍾，在540nm波長進行比色，以對照管調零，讀取吸光度值，標准曲線上直接查出蛋白質含量。

3、酚試劑法

取6支試管標號，前5支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量加入蒸餾水補足而保持一致，混合均勻，在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於650nm波長處測定各管中溶液的吸光度值。

4、紫外吸收法

大多數蛋白質在280nm波長處有特徵的最大吸收，這是由於蛋白質中有酪氨酸，色氨酸和苯丙氨酸存在，可用於測定0.1～0.5mg/mL含量的蛋白質溶液。

取9支試管分別標號，前8支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，1號試管不加標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，而不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致，將液體混合均勻，在280nm波長處進行比色，記錄吸光度值。

5、考馬斯亮藍法

Bradford濃染液的配製：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。

標准曲線蛋白質樣本的准備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標准品，測定抗體，可用純化的抗體作為標准。待測樣本是未知的，也可用抗體作為標准蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標准曲線。

將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與製作標准曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。按1：4用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，出現沉澱，過濾除去。

每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。注意，顯色反應不得超過30min。根據標准曲線計算待測樣本的濃度。

G. 測定蛋白質含量的方法有哪些，其原理各是什麼

Bradford法測定蛋白質濃度：實驗原理。

雙縮脲法（Biuret法）和Folin—酚試劑法（Lowry法）的明顯缺點和許多限制,促使科學家們去尋找更好的蛋。

取6支試管分別標號，前5支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致。

將液體混合均勻，在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於650nm波長處測定各管中溶液的吸光度值。

(7)蛋白活性檢測的常用方法擴展閱讀：

紫外吸收法：

大多數蛋白質在280nm波長處有特徵的最大吸收，這是由於蛋白質中有酪氨酸，色氨酸和苯丙氨酸存在，可用於測定0.1～0.5mg/mL含量的蛋白質溶液。

取9支試管分別標號，前8支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，1號試管不加標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，而不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致，將液體混合均勻，在280nm波長處進行比色，記錄吸光度值。

H. 測定血清總蛋白的參考方法是

總蛋白的六種檢測方法
（一）凱氏定氮法
將血清與強酸一起加熱消化，使血清中的含氮化合物轉化為銨鹽，再加鹼使銨鹽成為氨進經蒸餾分離出來，最後用酸滴定測定氮量，按每克氨相當於6.25g蛋白質計算蛋白質的濃度。
應用歷史較久，結果較准確，是蛋白質測定的參考方法，但操作復雜，影響因素較多，且不少蛋白質的含氮量並非16%，不適用於日常工作，目前多用於標准蛋白的標定及校正其它的常規方法。
（二）雙縮脲法
蛋白質中的肽鍵（-CONH-）在鹼性條件下與Cu2+絡合成紫紅色復合物，產生的顏色強度在一定范圍內與蛋白質含量成正比。
此反應和二分子尿素縮合後的產物雙縮脲（H2N-CO-NH-CO-NH2）與鹼性銅溶液作用形成紫紅色的反應相似，故稱為雙縮脲反應。幾分子中含有兩個甲醯胺基(-CO-NH2)的化合物都能出現此反應。
因至少含2個-CONH-基團才能與Cu2+絡合，所以氨基酸和二肽無此反應。體液中小分子肽含量極低，故血漿中除蛋白質外幾乎不存在可與雙縮脲試劑顯色的物質，且各種蛋白質顯色程度基本相同。
此法簡便、准確、重復性好，在10-120g／L。濃度范圍內呈良好的線性關系，批內CV值<2％，但靈敏度較其它方法稍差，是目前臨床上最常規的方法。
（三）酚試劑法
蛋白質分子中的酪氨酸殘基和色氨酸殘基能夠和酚試劑中的磷鎢酸-磷鉬酸反應生成藍色化合物。Lowry改良法在酚試劑中加入Cu2+，提高了呈色的靈敏度，其中75％呈色靠銅離子產生。Lowry改良法的靈敏度為雙縮脲法的100倍左右。
由於各種蛋白質中酪氨酸和色氨酸的比例不同，如白蛋白含色氨酸為0.2％，而在一些球蛋白中色氨酸含量高達2％~3％，因此使用本法測定純粹的、單一的蛋白質較合適。此法靈敏度較高，為10~60ug／ml，因而適用於測定蛋白質含量較少的標本(如腦脊液)，但試劑反應易受還原性化合物糖類、酚類及多種葯物如水楊酸、氯丙嗪和某些磺胺葯的干擾。
（四）紫外分光光度法
蛋白質分子內的色氨酸、酪氨酸等芳香族氨基酸可使蛋白質溶液在280nm波長處有一吸收峰，依此性質可用於蛋白質定量。
由於各種蛋白質中芳香族氨基酸的含量和比例不同，血清中游離的酪氨酸和色氨酸在280nm處也有吸收，因尿酸和膽紅素在280nm處也有干擾，因而本法的准確性和特異性都受到很大的影響。
此法敏感而且簡便，由於制劑未經任何處理，蛋白質的生物活性得以保留，故常用於較純的酶和免疫球蛋白的測定。但此法需紫外分光光度計和石英比色杯。
（五）染料結合法
在酸性環境中，蛋白質分子解離出的-NH3+，可與染料的陰離子產生顏色反應。常用的染料有氨基黑、考馬斯亮藍等。這一性質可用於電泳後蛋白質的染色和血清總蛋白測定。
此法操作簡便、重復性好、靈敏度高、且干擾因素較少。缺點是特異性不高，分子量3 000以上的多肽也參與反應。另外，不同蛋白質和染料的結合力不一致，因此很難找到一種合適的物質作標准物，使此方法的應用受到限制。
（六）比濁法
用某些酸類(如二氯醋酸、磺基水楊酸等)和血清蛋白質結合產生沉澱，然後測定其濁度，與同樣處理的蛋白標准液比較，即可求得蛋白質含量。
此方法簡便，不需特殊儀器。缺點是濁度形成的強弱易受多種因素影響，如加入試劑的方法、反應時的溫度等。另外，蛋白質沉澱時易形成絮狀物，難以獲得穩定的懸浮液

I. 用什麼方法檢測蛋白質

目前食品中蛋白質的測定方法有蛋白質自動分析儀，近紅外自動測定儀，紫外分光光度法以及凱氏定氮法等。本文採用納氏試劑作為顯色劑測定食品中蛋白質含量，適用范圍廣，可用於各類食品及保健食品的檢測。用本法對標准品、質控樣品進行測定獲得滿意結果，對批量樣品的快速測定更具有實用性。現將結果報告如下。

材料與方法

儀器與試劑 WFZ800-D3型紫外分光光度計(北京第二光學儀器廠)。分析純硫酸、硫酸銅、硫酸鉀。(1)納氏試劑：稱取碘化汞100g及碘化鉀70g，溶於少量無氨蒸餾水中，將此溶液緩緩傾入己冷卻的32%氫氧化鈉溶液500ml中，並不停攪拌，再用蒸餾水稀釋至1L，貯於棕色瓶中，用橡皮塞塞緊，避光保存。(2)硫酸銨標准儲備溶液(1.0g/L)：精確稱取經硫酸乾燥的硫酸銨0.4720g，加水溶解後移入100mL容量瓶中，並稀釋至刻度，混均此液每毫升相當於1.0mgNH3-N(10℃下冰箱內儲存穩定1年以上)。(3)硫酸銨標准使用溶液(0.01g/L)：用移液管精密吸取1.0ml標准儲備液(1.0g/L)於100ml容量瓶內，加水稀釋至刻度，混勻，此溶液每毫升相當於10.0μg NH3-N。

方法

標准曲線繪制 取25ml比色管7支，分別准確吸取0.01g/L硫酸銨標准使用液0.00，0.5，1.0，3.0，5.0，7.0，10.0ml(相當於標准0.0，5.0，10.0，30.0，50.0，70.0，100.0μg)，加水至10ml刻度，於標准系列管中各加2ml納氏試劑，混勻後放置10min，移入1cm比色皿內，以零管為參比，於波長420mm處測量吸光度，以標准管含量為橫坐標(μg),對應的吸光度(A)值為縱坐標繪制標准曲線。

樣品測定 選擇牛奶和奶粉為檢測樣品。精密稱取樣品0.1～2.0g置於250ml三角瓶中，加入0.2gCuSO4、1.0gK2SO4、硫酸10ml，先小火加熱，待內容物全部炭化，泡沫停止後，加大火力至液體呈藍色，使H2SO4剩餘量約為3ml左右為止，室溫放冷後，沿瓶壁慢慢加入10ml水，移入100ml容量瓶中，用少量蒸鎦水洗三角瓶3次，洗液全部並入容量瓶中，冷卻，加蒸餾水至刻度，混勻。測定時取0.5ml，加水至10ml刻度，以後操作同標准曲線。同時做空白試驗。

計算公式

X=c×Fm×V2V1×1000×1000×1000

式中：X-試樣中蛋白質含量(g/100g或g/100ml)

C-試樣測定液中扣除空白後氮的含量(μg)

V1-試樣消化液定容體積(ml)

V2-測定用消化液體積(ml)

m-樣品質量(g)或體積(ml)

F-氮換算為蛋白質的系數。

蛋白質的氮含量一般為15%～17.6%，按16%計算乘以6.25即為蛋白質，乳製品為6.38，麵粉為5.7，肉及肉製品為6.25，大豆為5.71。

結果

2.1 測定波長選擇 含氮量為30μg的標准管在顯色後，在波長400～440mm范圍內每間隔5nm進行測定，最大吸收波長為420mm。

顯色劑用量選擇 含氮量為30μg的標准管分別加入不同量的納氏試劑，在420mm的波長下分別測定其吸光度結果。納氏試劑顯色劑加入量為1.5～3.0ml時吸光度基本無變化，本法選擇加入納氏試劑2.0ml。

顯色時間及穩定性 含氮量為30μg的標准管經顯色後，分別在10，30min，1，2，4，8h進行測定。顯色後10min～8h內吸光度穩定無變化。本法選顯色10min後測定。

標准曲線 回歸方程：y=0.016X-1.5×10-3，r=0.9998，最佳線性范圍0.0～100μg。

精密度 牛乳和奶粉2種樣品分別取6份按本法重復測定6次，牛乳和奶粉精密度測定結果：平均數分別為3.06，23.50；標准差分別為±0.029，±0.073；相對標准偏差分別為0.31%，0.94%。

對2種樣品利用標准加入法作回收試驗(表1) 結果可見，回收率為95.50%～99.44%。

2種方法測定結果比較 分別用GB/T5009.5-2003凱氏定氮法與本法測定。結果顯示，2種分析方法的測定結果差異無統計學意義(t=0.026，P>0.05)。

測定標准物質 用本法測定4種不同的蛋白質標准物質，測定結果與標准物質含量一致。

以納氏試劑作為顯色劑快速測定食品中蛋白質的方法特點簡單、快速，適用於批量樣品測定。在鹼性條件下NH3-N與納氏試劑反應生成的黃色化合物穩定。本法與國標凱氏定氮法進行比較t=0.026,P<0.05，n=32，2種方法測定結果無明顯差異。測定范圍廣，線性范圍寬0.0～100.0μg；精密度高；相對標准偏差為0.31%～0.94%；回收率好，加標回標率為95.50%～99.44%。用本法測定標准物質結果一致，用於質量控制樣本測定結果滿意。本法儀器試劑簡單，易於基層普及，有利於推廣應用。