麥氏比濁管使用方法

1. 請問麥氏比濁管配製方法

附件3 葯敏試驗
葯敏試驗根據美國臨床標准委員會（NCCLS）推薦的K-B瓊脂法進行，葯敏紙片選擇中國生物製品鑒定所葯敏紙片，試驗所選擇葯物必須包括下列抗生素：氨苄西林（AMP），阿莫西林/克拉維酸（AMC），頭孢噻吩（CFT），頭孢噻肟（CTX），慶大黴素（GEN），萘啶酸（NAL），環丙沙星（CIP），四環素（TBT），利福平（RFA），復方新諾明（SMZ）。葯敏結果判定標准按照NCCLs手冊2005版。
1. 操作方法：
（1）將待檢菌接種於普通營養瓊脂平板，37℃培養16～18小時，然後挑取普通營養瓊脂平板上的純培養菌落，懸於3ml生理鹽水中，混勻後與菌液比濁管比濁。以有黑字的白紙為背景，調整濁度與比濁管（0.5麥氏單位）相同。
（2）用無菌棉拭子蘸取菌液，在管壁上擠壓去掉多餘菌液。用棉拭子塗布整個M-H培養基表面，反復幾次，每次將平板旋轉60度，最後沿周邊繞兩圈，保證塗均勻。
（3）待平板上的水分被瓊脂完全吸收後再貼紙片。用無菌鑷子取葯敏紙片貼在平板表面，紙片一貼就不可再拿起。每個平板貼5張紙片，每張紙片間距不少於24mm，紙片中心距平皿邊緣不少於15mm。在菌接種後15分鍾內貼完紙片。
（4）將平板反轉，孵育18～24小時後取出，用游標卡尺測量抑菌圈直徑，從平板背面測量最接近的整數毫米數並記錄（附表6）。抑菌環的邊緣以肉眼見不到細菌明顯生長為限。有的菌株可出現蔓延生長，進入抑菌環，磺胺葯在抑菌環內出現輕微生長，這些都不作為抑菌環的邊緣。結果判斷依據鑒定所葯敏紙片判定標准。
（5）每次葯敏試驗必須用ATCC 25922大腸桿菌做質控。只有當質控菌株的抑菌圈直徑在允許范圍內測試菌株的結果才可以報告。ATCC 25922的結果必須與測試菌株同時記錄和報告在附表6中。
0.5麥氏比濁管配製方法：
0.048M BaCL2 (1.17% W/V BaCL2 . 2H2O) 0.5ml
0.36N H2SO4 (1%, V/V) 99.5ml
將二液混合，置螺口試管中，放室溫暗處保存。用前混勻。有效期為6個月。

2. 注意事項：
(1) 制備MH瓊脂平板應用直徑90mm平皿，在水平的實驗台上傾注。瓊脂厚為4±0.5mm（約25-30ml培養基），瓊脂凝固後塑料包裝放4℃保存，在5日內用完，使用前應在37℃培養箱烤乾平皿表面水滴。傾注平皿前應用pH計測pH值是否正確(pH應為7.3)。pH過低會導致氨基糖苷類，大環內酯類失效，而青黴素活力增強。
(2) 葯敏紙片長期儲存應於－20℃，日常使用的小量紙片可放在4℃，但應至於含乾燥劑的密封容器內。使用時從低溫取出後,放置平衡到室溫後才可打開，用完後應立即將紙片放回冰箱內的密封容器內。 過期紙片不能使用, 應棄去。
(3) 不穩定葯物如亞胺培南, 頭孢克洛, 克拉維酸復合葯等, 應冷凍保存, 最好在-40 ℃以下。
(4) 保證質控菌株不變異的簡便方法，將新得到的凍干菌株接種含血的M-H平板復活。然後每株細菌接種10支高層瓊脂管，放置冰箱保存。每月取出一支，傳出細菌供常規用。待用剩至最後一支，可傳種在M-H平板上，再接種一批高層瓊脂管備用。如此可保證原始菌種永不接觸抗菌素。
3.質量控制
質量控制方法 是用與常規實驗相同的操作方法，測定質控菌株的抑菌環。應使用新鮮傳代的菌種。接種菌液的塗布方法等均同常規操作，測定的抗菌素種類也應與常規測定的種類相同。

2. 麥氏比濁管的介紹

在微生物學中，通過比對溶液濁度，麥氏比濁管常用來校對細菌懸浮液至某個特定濃度。例如在醫葯學領域常見的微生物抗葯物敏感性試驗中，用來測量最小抑菌濃度。最初的麥氏比濁管是通過混合特定濃度的氯化鋇和硫酸，從而形成硫酸鋇懸浮液。例如0.5號麥氏比濁管是由0.05毫升1%氯化鋇溶液加9.95毫升1 %硫酸製成。現在也有由乳膠粒子懸浮液製成的麥氏比濁管，與傳統的麥氏比濁管相比，保存時間更長也更穩定。

3. 麥氏比濁法

在臨床微生物學檢驗中，麥氏比濁法常用於細菌鑒定、葯敏實驗前配置菌液時大致判斷菌液濃度的一種方法，通常認為，如將配菌液濃度配成0.5麥氏比濁管時，相當於1.5×108細菌數/ml，由於方法本身就是一種估計的方法，所以盡管不同細菌大小差異很大，除了真菌孢子，細菌的差別不大，結果不會有影響。但是，標准比濁管的濃度，是葯敏實驗結果的影響因素之一。
K-B法葯敏試驗時接種物配製有兩種方法，第一種是肉湯增菌法（對數生長法），是用接環挑取3-5個細菌菌落入肉湯增菌管中進行增菌4-6小時，然後用生理鹽水或肉湯對增菌管中的培養物進行稀釋校正使其濃度達到0.5麥氏比濁標准（因為經過增菌培養其培養物濃度一般都高於此標准）。第二種方法是直接菌落法：從孵育18-24小時的非選擇性培養基上，挑取3-5菌落，直接用肉湯或鹽製成懸液作為接種，然後將濁度調整至0.5麥氏比濁標准。此法是檢測苛養菌（如嗜血桿菌、淋病奈瑟菌和鏈球菌）和潛在的對甲氧西林耐葯的葡萄球菌的推薦方法。
0.5麥氏比濁管配製方法：
0.048M
BaCL2
(1.17%
W/V
BaCL2
.
2H2O)
0.5ml
0.36N
H2SO4
(1%,
V/V)
99.5ml
將二液混合，置螺口試管中，放室溫暗處保存。用前混勻。有效期為6個月。
應用時，可目測或使用比濁儀即可。
http://www.cjic.com.cn/bbs/dispbbs.asp?boardid=8&id=84
先弄清原理，再分析就知道了

4. 在沒有麥氏比濁管情況下怎樣測細菌濃度

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5. 0.25%BaCl2和1%H2SO4如何配製 麥氏比濁管0,5的配製

【】0.25%BaCl2配製：
先計算配製一定體積（例如：1000ml）的0.25%BaCl2 溶液需要的質量數,再用自來水溶解、稀釋到1000ml的體積數.
【】1%H2SO4如何配製
以18.4mol/L 的硫酸,確定配製體積、取樣體積

6. 麥氏比濁管中1%氯化鋇溶液是體積分數么

麥氏比濁管中1%氯化鋇溶液是體積分數
個人理解的概念：
0.048mol/L(1.175%)氯化鋇0.5ml加0.18mol/L(1%)硫酸溶液99.5ml,混合後用530nm波長比色調整其濁度,使吸收值為0.1.該濁度為0.5麥氏比濁標准（Mcfarland Standard）,相當於5*10的7~8次方CFU/ml的含菌量.
以下內容為引自陽光檢驗網的一位朋友:
麥氏濁度標准（0.5號）
（1） 將0.5mL 0.048mol/L的BaCL2 (1.175%w/v BaCL2·2H2O)加到99.5mL 0.18mol/L （0.36N）的H2SO4(1%v/v)中並不斷攪動以維持混懸狀態.
（2） 按每管4-6mL將硫酸鋇懸液分裝於帶懸蓋的管子中,管子尺寸應與培養或稀釋接種菌所用的管子一致.
（3） 這些管子應密封並貯存於室溫避光處.
（4） 每次使用前,應將濁度標准管置於旋轉混勻器上劇烈振動,目測其外觀濁度應均勻一致.若有大顆粒出現,此標准管應更換.
（5） 使用前核實其正確濃度,每個月都應證實或更換.濁度標準的正確濃度應使用分光光度計測定吸光度核實.該分光光度計光徑為1cm,並配有合適的比色杯.0.5號麥氏標准管在625nm處的吸光度值應為0.08-0.10.
你說的儀器分兩個量程

7. 凍存管的凍存管的使用步驟

⑴ 從細菌純培養物中挑取新鮮培養物配成大約為3-4麥氏比濁度的菌懸液接種與菌種保存管中。
⑵ 擰緊保存管，來回顛倒4-5次使細菌乳化，不能旋搖。
⑶ 把保存管放入冰箱保存（-20℃--70℃）

8. 麥氏比濁法

在臨床微生物學檢驗中，麥氏比濁法常用於細菌鑒定、葯敏實驗前配置菌液時大致判斷菌液濃度的一種方法，通常認為，如將配菌液濃度配成0.5麥氏比濁管時，相當於1.5×108細菌數/ml，由於方法本身就是一種估計的方法，所以盡管不同細菌大小差異很大，除了真菌孢子，細菌的差別不大，結果不會有影響。但是，標准比濁管的濃度，是葯敏實驗結果的影響因素之一。
K-B法葯敏試驗時接種物配製有兩種方法，第一種是肉湯增菌法（對數生長法），是用接環挑取3-5個細菌菌落入肉湯增菌管中進行增菌4-6小時，然後用生理鹽水或肉湯對增菌管中的培養物進行稀釋校正使其濃度達到0.5麥氏比濁標准（因為經過增菌培養其培養物濃度一般都高於此標准）。第二種方法是直接菌落法：從孵育18-24小時的非選擇性培養基上，挑取3-5菌落，直接用肉湯或鹽製成懸液作為接種，然後將濁度調整至0.5麥氏比濁標准。此法是檢測苛養菌（如嗜血桿菌、淋病奈瑟菌和鏈球菌）和潛在的對甲氧西林耐葯的葡萄球菌的推薦方法。

0.5麥氏比濁管配製方法：
0.048M BaCL2 (1.17% W/V BaCL2 . 2H2O) 0.5ml
0.36N H2SO4 (1%, V/V) 99.5ml
將二液混合，置螺口試管中，放室溫暗處保存。用前混勻。有效期為6個月。
應用時，可目測或使用比濁儀即可。

http://www.cjic.com.cn/bbs/dispbbs.asp?boardid=8&id=84

先弄清原理，再分析就知道了