常用的試驗動物處死方法

❶ 動物學實驗的實驗動物常見的處理方法

一、編號
實驗動物常需要標記以示區別。編號的方法很多，根據動物的種類數量和觀察時間長短等因素來選擇合適的標記方法。
(一)掛牌法：將號碼烙壓在圓形或方形金屬牌上(最好用鋁或不銹鋼的,它可長期使用不生銹),或將號碼按實驗分組編號烙在栓動物頸部的皮帶上，將此頸圈固定在動物頸部。該法適用於狗等大型動物。
(二)打號法：用刺數鉗(又稱耳號鉗)將號碼打在動物耳朵上。打號前用蘸有酒精的棉球擦凈耳朵，用耳號鉗刺上號碼，然後在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。該法適用於耳朵比較大的兔、狗等動物。
(三)針刺法：用七號或八號針頭蘸取少量碳素墨水，在耳部、前後肢以及尾部等處刺入皮下，在受刺部位留有一黑色標記。該法適用於大小鼠、豚鼠等。在實驗動物數量少的情況下，也可用於兔、狗等動物。
(四)化學葯品塗染動物被毛法：經常應用的塗染化學葯品有
塗染紅色：0.5%中性紅或品紅溶液
塗染黃色：3-5%苦味酸溶液
塗染黑色：煤焦油的酒精溶液
根據實驗分組編號的需要，可用一種化學葯品塗染實驗動物動物背部被毛就可以。如果實驗動物數量較多，則可以選擇兩種染料。該方法對於實驗周期短的實驗動物較合適，時間長了染料易退掉；對於哺乳期的子畜也不適合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：該法適用於大、中型動物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在動物一側或背部剪出號碼，此法編號清楚可靠，但只適於短期觀察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔機在兔耳一定位置打一小孔來表示一定的號碼。如用剪子剪缺口,應在剪後用滑石粉捻一下,以免癒合後看不出來。該法可以編至1～ 9999號，此種方法常在飼養大量動物時作為終身號採用。
二、分組
(一)分組的原則：進行動物實驗時，經常需要將選擇好的實驗動物按研究的需要分成若干組。動物分組應按隨機分配的原則，使每隻動物都有同等機會被分配到各個實驗組與對照組中去，以避免各組之間的差別,影響實驗結果，特別是進行准確的統計檢驗,必須在隨機分組的基礎上進行。
每組動物數量應按實驗周期長短、實驗類型及統計學要求而定。如果是慢性實驗或需要定期處死動物進行檢驗的實驗，就要求選較多的動物，以補足動物自然死亡和認為處死所喪失的數量，確保實驗結束時有合乎統計學要求的動物數量存在。
(二)建立對照組：分組時應建立對照組。1.自身對照組：是指實驗數據而言。實驗動物本身在實驗處理前、後兩個階段的各項相關數據就分別是對照組和實驗組的實驗結果，此法可排除生物間的個體差異。2.平行對照組：有正對照組和負對照組兩種。給實驗組動物某種處理，而給正對照組用同樣方法進行處理，但並不採用實驗所要求的葯物或手段，負對照組則不給任何處理。3.具體分組時，應避免人為因素, 隨機把所有的動物進行編號，然後令其雙數為A組(實驗組),單數為B組(對照組)即可或反之。如果要分若干個組時，應該用隨機數字表示進行完全隨機分組。 一、實驗動物的除毛
在動物實驗中，被毛有時會影響實驗操作與觀察，因此必須除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脫毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是將動物固定後，先用蘸有水的紗布把被毛浸濕，再用剪毛剪刀緊貼皮膚剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮膚。剪下的毛應集中放在一容器內，防止到處飛揚。給狗、羊等動物采血或新生乳牛放血制備血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳緣靜脈注射或尾靜脈注射時常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去動物被毛的方法。如動物被毛較長，先要用剪刀將其剪短，再用刷子蘸溫肥皂水將剃毛部位浸透，然後再用剃毛刀除毛。本法適用於暴露外科手術區。
(四)脫毛法：脫毛法是用化學葯品脫去動物被毛的方法。首先將被毛剪短，然後用棉球蘸取脫毛劑，在所需部位塗一薄層，2～3分鍾後用溫水洗去脫落的被毛，用紗布擦乾，再塗一層油脂即可。
適用於狗等大動物的脫毛劑配方為：硫化鈉10g，生石灰15g，溶於100ml水中。
適用於兔、鼠等動物的脫毛劑的配方為：1. 硫化鈉3g,肥皂粉1g,澱粉7g,加適量水調成糊狀；2. 硫化鈉8g,澱粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化鈉8g溶於100ml水中。
二、實驗動物的給葯
在動物實驗中，為了觀察葯物對機體功能、代謝及形態引起的變化，常需要將葯物注入動物體內。給葯的途徑和方法多種多樣，可根據實驗目的、實驗動物種類和葯物劑型、劑量等情況確定。
(一)注射給葯法
1. 皮下注射注射時用左手拇指及食指輕輕捏起皮膚，右手持注射器將針頭刺入,固定後即可進行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或側下腹部；豚鼠在後大腿內側、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外側注射，拔針時，輕按針孔片刻，防葯液逸出。
2. 皮內注射此法用於觀察皮膚血管的通透性變化或觀察皮內反應。 如將一定量的放射性同位素溶液、顏料或致炎物質、葯物等注入皮內，觀察其消失速度和局部血液循環變化，作為皮膚血管通透性觀察指標之一。方法是：將動物注射部位的毛剪去，消毒後，用皮試針頭緊貼皮膚皮層刺入皮內，然後使針頭向上挑起並再稍刺入，即可注射葯液。注射後可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射當給動物注射不溶於水而混懸於油或其他溶劑中的葯物時,常採用肌肉注射。肌肉注射一般選用肌肉發達、無大血管經過的部位，多選臀部。注射時針頭要垂直快速刺入肌肉，如無回血現象即可注射。給大、小鼠作肌肉注射時，選大腿外側肌肉進行注射。
4. 腹腔注射先將動物固定,腹部用酒精棉球擦試消毒，然後在左或右側腹部將針頭刺入皮下，沿皮下向前推進約0.5厘米，再使針頭與皮膚呈45 度角方向穿過腹肌刺入腹腔，此時有落空感，回抽無腸液、尿液後，緩緩推入葯液。此法大小鼠用的較多。
5. 靜脈注射是將葯液直接注射於靜脈管內，使其隨著血液分布全身,迅速奏效。但排泄較快，作用時間較短。
6. 淋巴囊注射蛙類常採用此法,其皮下有數個淋巴囊，注入葯物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭部淋巴囊常作為蛙類給葯途徑。一般多選用腹部淋巴囊給葯。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經大腿肌層入腹壁肌層，再進入腹壁皮下，即進入淋巴囊，然後注入葯液。
(二)經口給葯法
1. 口服法：把葯物放入飼料或溶於飲水中讓動物自動攝取。此法優點在於簡單方便，缺點是不能保證劑量准確。一般適用於對動物疾病的防治或某些葯物的毒性實驗，製造某些與食物有關的人類疾病動物模型。
2. 灌胃法：在急性實驗中,多採用灌胃法。此法劑量准確。灌胃法是用灌胃器將所應投給動物的葯灌到動物胃內。灌胃器由注射器和特殊的灌胃針構成。小鼠的灌胃針長約4～5cm，直徑為1mm，大鼠的灌胃針長約6～8cm，直徑約1.2mm。灌胃針的尖端焊有一小圓金屬球，金屬球為中空的。焊金屬球的目的是防止針頭刺入氣管或損傷消化道。針頭金屬球端彎曲成20°左右的角度，以適應口腔、食道的生理彎曲度走向。
(三)其它途徑給葯方法
1. 呼吸道給葯：呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等狀態的葯物或毒氣,均需要通過動物呼吸道給葯。如實驗時給動物乙醚作吸入麻醉、用鋸末煙霧製作慢性氣管炎動物模型等，特別在毒理學實驗中應用更為廣泛。
2. 皮膚給葯：為了鑒定葯物或毒物經皮膚的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需採用經皮膚給葯方法。如兔和豚鼠常採用背部一定面積的皮膚脫毛後，將一定的葯液塗在皮膚上，葯液經皮膚吸收。
3. 脊髓腔內給葯：此法主要用於錐管麻醉或抽取腦脊液。
4. 腦內給葯：此法常用於微生物學動物實驗,將病原體等接種於被檢動物腦內，然後觀察接種後的各種變化。
5. 直腸內給葯：此種方法常用於動物麻醉。兔直腸內給葯時,常採用灌腸的膠皮管或用14號導尿管代替。
6. 關節腔內給葯：此法常用於關節炎的動物模型復制。

❷ 在做動物實驗時,怎麼做才能使動物不至於那麼痛苦的死去

實施實驗動物安樂死的方法

動物實驗結束後為了減輕動物的疼痛及痛苦此時從人道主義的觀點出發可以對這些動物實施安樂死實施安樂死時有一些特殊的要求需要考慮最重要的是安樂死的方法必須人道動物實驗中有時為了獲得動物組織器官進行研究。安樂死的方法應該對動物的組織器官的研究沒有影響。另外實施安樂死的方法還要可靠有效經濟容易實施對實驗人員必須安全。

常用的實施安樂死的方法為葯物化學法

是指用一種葯物或其他化合物處死動物。最常用的是使用過量的全身麻醉劑。使動物心跳停止。呼吸衰竭而死亡。戊巴比妥相對來說作用迅速給葯簡單價格低廉。是常用的實施安樂死選擇的葯物腹腔或靜脈注射過量的戊巴比妥（100～150mg／kg)即可巴比妥酸鹽可致血管擴張。引起器官淤血，可能影響組織學研究。用於安樂死的吸入麻醉劑有乙醚氟烷恩氟烷和異氟烷等。

CO2也常被用做安樂死的吸入劑。將動物放置含有100％CO2的環境中很多種動物就產生嚴重的呼吸困難而死亡。用這種方法處死動物時動物意識清醒能感受到痛苦不是理想的方法。

如果將動物放置在一定濕度C02和O2的比例為6：4的混合氣體環境中等動物逐漸喪失意識後將CO2濃度升至100％。在最少保持10min以確定動物死亡這時動物完全是在無意識狀態下死亡的死亡需30～60min。如果時間太長則不是首選的方法。CO2等吸入劑能誘發動物肺水腫可能影響其後研究中對動物組織器官的利用。

❸ 大鼠的處死方法

小動物的處死方法 以下幾種方法適用於大鼠、小鼠這類小動物。
（1）脊椎脫臼法：是將動物的頸椎脫臼，斷開脊髓使動物致死。左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，右手抓住鼠尾用力向後拉，鼠便立即死亡。這是最常用的一種方法。
（2）急性大失血法：可將眼球摘除導致大量失血致死。
（3）擊打法：右手抓住鼠尾提起，用力撞擊其頭部，鼠痙攣後立即死亡。用小木槌擊打鼠頭部也可致死。
（4）斷頭法：給小鼠斷頭時，可用左手拇指和食指夾住小鼠的肩胛部，固定。右手拿剪刀迅速將頭剪斷。給大鼠斷頭時，實驗者應戴上棉紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。
（5）可將浸有乙醚或氯仿的棉球連同小動物一起密封於玻璃容器內麻醉。

❹ 如何用頸椎脫臼法干凈利落地處死小鼠

小鼠折頸的確是個技術活，研二的時候我們為了制備抗體幾個人養了200多隻，最後都是我處死的，感覺還是有點經驗可以分享一下。

其實折頸處死折頸處死，關鍵的就是折頸。大多數時候你看到的文字描述都是拉拽使脖頸脫臼，其實操作上是有可以改進的細節的。

1、一般捉小鼠的方法：捏住命運的後頸皮（用慣用手）

2、另一隻手將小鼠的脖頸處用拇指和食指按壓在桌面上。注意，因為老鼠的頸椎也不長，你感覺能固定住小鼠的頭不亂擺又能按到後頸就可以了

3、慣用手向後順摸到尾巴，捏住尾巴中段。怕手滑就打個卷全捏手裡

4、將老鼠身體抻直，這個時候不要發力

小鼠亦稱小白鼠，屬於脊椎動物門，哺乳綱、嚙齒目、鼠科動物。小鼠體小，飼養管理方便，易於控制;生產繁殖快;出生後3周即可斷乳。已擁有大量的具有不同特點的近交系、突變系和封閉群，並已形成多種國際公認的標准品系，被廣泛應用於各種營養學實驗研究中。

在分類上屬於嚙齒 目(Rodentia)、鼠科(Muridae)、屬鼠 (Mus)。實驗小鼠由野生小鼠經過長期選擇培育而成。早在17世紀，小鼠已作為實驗動物。小鼠是應用最廣泛，研究最詳盡的實驗動物，已成功地培養出很多近交系、突變系。

小鼠個體小，體表面積相對較大，溫順、膽小、喜群居於光線較暗的環境，晝伏夜動。雜食，喜啃咬，無汗腺，對環境適應性差，辨色能力弱，聽覺嗅覺敏銳。有多種毛色。