A. 羽毛酶解生產多肽液的方法
羽毛酶解生產多肽液的方法：
1、將羽毛裝入水解罐中，加水，控制底物濃度在百分之10～百分之50，添加底物質量約百分之1的焦亞磷酸鈉，控制水解壓力為0.3～0.4，水解溫度在150～160攝氏度，水解約80分鍾，打開泄壓閥門進行泄壓排氣，補水保持羽毛水解液底物濃度。
2、鮮血裝入水解罐中，加水，控制底物濃度為百分之10～50，添加底物質量0.5百分之5的焦酸鈉，控制水解壓力為0.2～0.4，水解溫度在150～160攝氏度。水解約20分鍾，打開泄壓閥門進行泄壓排氣，補水保持血水解液底物濃度。
3、將折干比值為2～3∶1的羽毛水解液和血水解液，泵入酶解灌中進行混合、攪拌、補水，得到羽血水解混合液，底物濃度控制在百分之10～20。
4、羽血水解混合液降溫至約55攝氏度後，加碳酸鈉調ph至8.0，按底物質量百分之1～2添加復合蛋白酶進行酶解，酶解約0.5小時後再添加碳酸鈉調ph至8.0，然後保持55攝氏度繼續酶解，3小時後按底物質量的百分之1添加氨肽酶，繼續酶解至全部酶解時間滿6小時，得到羽血酶解液。
5、在得到的羽血酶解液中，投入一定比例的蛋氨酸、賴氨酸，升溫至80℃並保溫30min滅酶活，得到乾燥前料液。
6、將乾燥前料液進行刮板乾燥，然後破碎制粒。
B. 提高酶含量酶酶解液會加快酶解嗎
水酶法主要利用機械破碎的基礎上，採用酶（蛋白酶、澱粉酶、果膠酶、維生素酶等）降低植物細胞壁使油料得以釋放
酶解提取工藝分4類：水相酶解法、水相酶解有機溶劑、低水分酶解、低水分酶解溶劑浸出提取工藝。[1]
水相酶解法
在油料破碎後加水，以水作為分解相，酶在此相中進行水解，使油脂從油料固體粒子中滲出。該工藝適用可可、菜籽、花生等含油料高的油料提取。酶的用作防止蛋白膜形成乳狀液貨親脂性固體吸附造成部分油脂難於提取。
水相酶解有機溶劑
在水相酶解提取工藝上，加入於水不相溶的有機溶劑作為油的分散相，以增加提油效果。
低水分酶解
在傳統油料種子提油基礎上改進而得到，酶解作用是在較低水分含量下進行，在提油前，油料需要進一步乾燥降低水分，由於工藝減少了有水分離工序，沒有廢水生產。
低水分酶解溶劑浸出
溶劑在酶解後加入與酶解前加入相比，有的出油率要高一些，但由於水分低也帶來了一些困難，酶的作用效果會降低，但該工藝縮短了提油時間，從而提高設備處理能力。
C. 什麼是生物酶解技術
生物酶解技術包括酶法提取(又稱酶反應提取)和酶法分離精製兩方面。該技術是在傳統的天然植物成分提取基礎上進行的，應用常規提取設備即可完成，操作簡便，成本低廉。 1原理 酶法提取是根據植物細胞壁的構成，利用酶反應所具有高度專一性的特點，選擇相應的酶，將細胞壁的組成成分(纖維素、半纖維素和果膠質)水解或降解，破壞細胞壁結構，使細胞內的成分溶解、混懸或膠溶於溶劑中，從而達到提取目的，且有利於提高成分的提取率。許多天然植物中含有蛋白質，採用煎煮法時蛋白質遇熱凝同，影響提取成分的煎出，如加入蛋白酶，就可以將天然植物中的蛋白質分解析出，如此可提高成分的提取率。 天然植物水提液除了含有提取成分外，還含有澱粉、蛋白質、果膠、樹膠、樹脂、黏液質等，這些成分的存在往往使提取液呈混懸狀態，並影響提取液的濾過速度，為此要實施除雜，常用的方法有離心法、澄清劑法、醇沉法、大孔樹脂吸附法、離子交換法、微孑L濾膜濾過法及超濾法。而酶法除雜是分離精製的新方法，此方法是根據天然物提取液中雜質的種類、性質，有針對性地採用相應的酶，將這些雜質分解或除去，以改善液體產品的澄清度，提高產品的穩定性。由於酶反應具有高度的專一性，決定了酶解方法除雜的高效性。
D. 黴菌性陰道炎治療的最有效方法，怎麼能不復發
我們將反復發作的頑固性黴菌性陰道炎患者的黴菌性分泌物取出，放入天然酶解霉因子溶液中，試驗時間為24小時，觀察發現： 黴菌在3小時後開始停止繁殖
8小時後成活率僅為15%；
12小時後存活率為零；
22小時後屍體開始碎解；
24小時後將此溶液進行合適環境培養；放置48小時後采樣，無黴菌生成。
實驗證明，酶解黴菌，對於頑固性黴菌完全有效，有效率100%，並且無黴菌存活下來。適合於黴菌性陰道炎反復發作的患者使用.
E. 七葉足天然酶解液用的是什麼生物酶
物質的分解都是需要條件的，
比如CaCO3分解為CaO和CO2需要高溫煅燒。
同樣，我們身體內的的分解也需要一定的條件。
而生物酶是一種催化劑，它能使物質的分解，也就是化學變化變的更迅速，更高效。
而生物酶解技術就是採用合適的生物催化劑，也即生物酶，讓物質的分解更快實現。關於生物酶的相關資料，參考：
F. 酶解法去除植物細胞壁的具體步驟
要分離植物原生質體，必須去掉由果膠質、纖維素和半纖維素及木質素等構成的細胞壁。在本世紀前期是採用分離機械法。即將葉肉細胞，愈傷組織和液體懸浮培養細胞置於高滲的糖溶液中，使之質壁分離，原生質體收縮成球形。然後用剪刀剪碎組織，就可切開細胞壁獲得少量完整的原生質體。不過這種方法分離的原生質體太少，而且只能適於部分組織，Cocking發明的酶解法，開創了大量分離原生質體的新技術，所以目前普遍採用酶分離法來獲得原生質體。一、植物材料一般來說，植物各個器官，如：根、莖卅、花、果實、種子及愈傷細胞和懸浮細胞等都可作為分離原生質體的材料。但是，要獲得高質量的原生質體，則須選用生長旺盛、生命力強的組織作材料。材料的生理狀況是原生質體質量的決定性因素之一。1．細胞懸浮培養物在建立細胞懸浮培養物之前，需提前培養愈傷組織。即取用成熟種子胚、未成熟胚、幼穗、花葯、胚芽鞘或幼葉，經無菌消毒後，在26℃黑暗條件下，在含2，4－ D 2～4mg/L的 MS固體培養基上，誘導愈傷組織，每隔2～4d轉接一次。從中選出增殖較快而且呈顆粒狀的愈傷組織，或經繼代培養一次後，轉移到液體培養基的100ml三角瓶中進行懸浮培養。具體方法是用旋轉式振盪器，速度控制在80～? 120r/min，在 25±1℃下暗培養。懸浮培養初期應每隔3d繼代一次，一個半月後，吸取4～5ml懸浮細胞轉到250ml三角瓶的40rnl新鮮培養中，以後每隔7d繼代一次。通常經懸浮培養3～4月後，懸浮培養細胞的大小變得較為一致，且細胞質變得較濃時，可用作分離原生質體。2．葉肉細胞葉肉細胞是分離原生質體的最好的細胞材料，用葉片的薄壁組織作為材料來源，既要考慮植株的生長環境，又要考慮葉片的年齡及其生理狀態對原生質體分離的影響。取生理狀態適宜的葉片，有利於原生質體的細胞再生和細胞分裂。要獲得良好的培養? 材料，下列外界因素是考慮的重要因子：（1）光強為3000～6000lx。（2）溫度為20～25℃培養。（3）相對濕度在60％～80％左右。植物的其他器官也可用於分離原生質體，如用花粉四分體和花粉壁細胞。? 3．植物材料的預處理對原生質體材料進行預處理能提高原生質體的分裂頻率；也可以逐步提高植物材料的滲透壓，以適應培養基中的高滲環境。這些處理包括：暗處理。預培養、低溫處理等。把豌豆的枝條取下後，在分離原生質體前，先讓材料在黑暗中的一定濕度條件下放1～2d，這樣得到的原生質體存活率高，並能繼續分裂；在羽衣甘藍葉肉組織原生質體分離和培養中，先去掉葉片的下表皮，再在誘導愈傷組織的培養基中預培養7d，然後再去壁。經預培養的葉片分離的原生質體高度液泡化，葉綠體也解體；龍膽試管苗的葉片只有用4CC低溫處理後分離得到的原生質體才能分裂。在很多情況下材料不必經過專門的預處理。二、酶1．酶的種類構成植物細胞壁的三個主要成分是：①纖維素，占細胞壁乾重的25 ％至50％不等；②半纖維素，平均約占細胞壁乾重的53％左右；③果膠質，一般占細胞壁的5％。分離原生質體最常用的酶有纖維素酶、半纖維素酶和果膠酶。纖維素酶是從綠色木霉中提取的一種復合酶制劑，主要含有纖維素酶C；，作用於天然的和結晶的纖維素，具有分解天然纖維素的作用，還含纖維素酶CX，作用於定形的纖維素，可分解短鏈纖維素，另含有纖維素二糖酶、木聚糖酶、萄聚糖酶、果膠酶、脂肪酶、磷脂酶、核酸酶、溶菌酶等，總體作用是降解纖維素，得到裸露的原生質體。果膠酶是從根霉中提取的，使細胞間的果膠質降解，把細胞從組織內分離出來。半纖維素酶制劑可以降解半纖維素為單糖或單糖衍生物。此外，還有蝸牛酶，主要用於花粉母細胞和四分體細胞。ZA3～867纖維酶是上海植物生理研究所從野生型綠色木霉同各菌種中提取製成的，粗製品是多種酶的復合物，含有纖維素酶（包括C1、CX、B一葡萄糖苷酶等），果膠質，半纖維素酶等，分離細胞壁的效果較好。這種復合酶使用時不需加半纖維素酶和果膠酶等，就可以分離出植物原生質體。日本產的Onozuka纖維素酶常和果膠酶結合使用，可先用果膠酶降解果膠，使分開細胞，再用纖維素酶處理降解細胞壁。即二步法降解。2．滲透穩定劑植物細胞壁對細胞有良好的保護作用。去除細胞壁之後如果溶液中的滲透壓和細胞內的滲透壓不同，原生質體有可能漲破或收縮。因此在酶液、洗液和培養液中滲透壓應大致和原生質體內的相同，或者比細胞內滲透壓略大些。滲透壓大些有利於原生質體的穩定，但也有可能阻礙原生質體的分裂。因此，在分離原生質體的酶溶液內，需加入一定量的滲透穩定劑，其作用是保持原生質體膜的穩定，避免破裂。常用的兩種系統為：①糖溶液系統：包括甘露醇、山梨醇、蔗糖和葡萄糖等，濃度約在0．40～0．80mol／L。本系統還可促進分離的原生質體再生細胞壁並繼續分裂；②鹽溶液系統：包括 KCL、MgSO4和 KH2PO4等。其優點是獲得的原生質體不受生理狀態的影響，因而材料不必在嚴格的控制條件下栽培，不受植株年齡的影響，使某些酶有較大的活性使原生質體穩定。另外，添加牛血清蛋白可減少或防止降解壁過程中對細胞器的破壞。近年來多採用在鹽溶液內進行原生質體分離，然後再用糖溶液作滲透穩定劑的培養基中培養。此外，酶溶液里還可加入適量的葡聚糖硫酸鉀，它可提高原生質體的穩定性。這種物質可使RNA酶不活化，並使離子穩定。3．酶溶液的pH值酶溶液的pH值對原生質體的產量和生活力影響很大。用菜豆葉片作培養材料時，發現原始pH值為5．0時，原生質體產生一得很快，但損壞較嚴重，並且培養後大量破裂。當PH值提高到6．0時，最初原生質體卻產生少，但與pH值為5．0時處理同樣時間後相比，原生質體數量顯著增加。原始pH值提高到7．0時生活的原生質體數量進一步增加，損傷的原生質體也少得多。三、原生質體的分離分離原生質體時，首先要讓酶制劑大量地吸附到細胞壁的纖維素上去，因此，一般先將材料分離成單細胞，然後分解細胞壁。採用將酶液減壓滲入組織，或將組織切成薄片等方法，都可增加酶液與纖維素分子接觸的機會。酶處理目前常用的多是「一步法」，即把一定量的纖維素酶，果膠酶和半纖維素酶組成混合酶溶液，材料在其中處理一次即可得到分離的原生質體。植物材料須按比例和酶液混合才能有效地游離原生質體，一般去表皮的葉片需酶量較少，而懸浮細胞則用酶量較大。每克材料用酶液10～30ml不等。由於不同材料的生理特點不同，在研究游離條件時，必須試驗不同滲透壓濃度的細胞，找出適宜的滲透濃度。例如，游離小麥是浮細胞的原生質體的酶液中須加入0．55mol/L甘露醇，游離水稻懸浮細胞的原生質體的酶液中只加 0．4～0．45mol／L的甘露醇，兩者差別較大。酶解處理時把滅菌的葉片或子葉等材料下表皮撕掉，將去表皮的一面朝下放入酶液中。去表皮的方法是：在無菌條件下將葉面晾乾、順葉脈輕輕撕下表皮。如果去表皮很困難，也可直接將材料切成小細條，放入酶液中。對於懸浮細胞等材料，如果細胞團的大小很不均一，在酶解前最好先用尼龍網篩過濾一次，將原細胞團去掉，留下較均勻的小細胞團時再進行酶解。酶解處理一般地在黑暗中靜止進行，在處理過程中偶爾輕輕搖晃幾下。對於懸浮細胞，愈傷組織等難游離原生質體的材料，可置於搖床上，低速振盪以促進酶解。酶解時間幾小時至幾十小時不等、以原生質體游離下來為准。但是，時間過長對原生質體有害，所以一般不應超過24h。酶解溫度要從原生質體和酶的活性兩方面考慮。對於這幾種酶來說，最佳處理溫度在40～50℃，但這個溫度對植物細胞來說太高，所以一般都在25℃ 左右進行酶解。若用葉片作為材料，取已展開的生活葉片，用0.53％次氨酸鈉和70％酒精進行表面滅菌，然後切成2cm見方。把 4g葉組織置於含有 200ml不加蔗糖和瓊脂的培養基 500ml三角瓶中。在 4℃黑暗條件下培養16～24h，以後葉片轉入含有纖維素酶、果膠酶、無機鹽和緩沖液的混合液中，pH值為5．6，通常在酶液中使用的等滲劑為0．55～0．6mol甘露醇。然後，酶液真空滲入葉片組織。在28℃條件下，每分鍾40轉的旋轉式轉床上培養4h後，葉片組織可完全分離。若用懸浮培養細胞，可不經過果膠酶處理，因為懸浮細胞液主要由單細胞和小細胞團組成。取懸浮細胞放入10ml的酶液中（3％纖維素酶，14％蔗糖，pH值5．0～6．0），在25～33℃條件下酶解24h。原生質體一酶混合液用30um的尼龍網過濾，通過低速離心收集原生質體。四、影響原生質體分離的因素1．酶制劑活力和純度粗製的商品酶含有核酸酶和蛋白酶等雜質，它們對原生質體的活力是有害的。因此，在使用之前須將這些酶純化，一般利用凝膠柱使酶制劑脫鹽純化。酶的活性還與pH值有關。Onoznka纖維素酶R－10和離析酶R一10的最適宜pH值分別為5～6和4～5。不過實際上酶溶液的pH值經常調節4．7～6．0之間。2．滲透穩定劑的作用在分離原生質體時，滲透穩定劑有保護原生質體結構及其活力的作用。糖溶液系統可使分離的原生質體能再生細胞壁，並使之能繼續分裂，其缺點是有抑制某些多糖降解酶的作用。鹽溶液系作滲透穩定劑時對材料要求較嚴格，且使原生質體穩定，使某些酶有較大活性。但是易使原生質體形成假壁，同時使分裂後細胞是分散的。五、原生質體的凈化和活力測定在分離的原生質體中，常常混雜有亞細胞碎片，維管束成分，未解離細胞，破碎的原生質體以及微生物等。這些混雜物的存在會對原生質體產生不良影響。此外，還需去掉酶溶液。以凈化原生質體。原生質體純化常用過濾和離心相結合的方法，步驟大致如下：1．將原生質體混合液經篩孔大小為40－100um的濾網過濾，以除去未消化的細胞團塊和篩管、導管等雜質，收集濾液。2．將收集到的濾液離心，轉速以將原生質體沉澱而碎片等仍懸浮在上清液中為准，一般以500r／min離心15min。用吸管謹慎地吸會上清液。3．將離心下來的原生質體重新懸浮在洗液中（除不含酶外，其他成分和酶液相同），再次離心，去上清液，如此重復三次。4．用培養基清洗一次，最後用培養基將原生質調到一定密度進行培養。一般原生質體的培養密度為104～106／ml。在原生質體培養前，常常先對原生質體的活性進行檢測。測定原生質體活性有多種方法，如觀察胞質環流、活性染料染色、熒光素雙醋酸酯（FDA）染色等。這些方法各有特點，但現在一般用的是FDA染色法。FDA本身無熒光，無極性，可透過完整的原生質體膜。一旦進入原生質體後，由於受到脂酶分解而產生有熒光的極性物質熒光素。它不能自由出太原生質體膜，因此有活力的細胞便產生榮光，而無活力的原生質體不能分解FDA，因此無熒光產生。FDA染色測活性的方法如下：取洗滌過的原生質體懸浮液 0．5ml，置於10×100mm的小試管中，加入 FDA溶液使其最終濃度為 0．01％，混勻、置於室溫5min後用熒光顯微鏡觀察。激發光濾光片用QB24，壓制濾光片用JB8。發綠色熒光的原生質體為有活力的，不產生榮光的為無活力的。由於葉綠素的關系，葉肉原生質發黃綠色熒光的為有活力的，發紅色熒光的為無活力的。
參考資料： 網路
G. 原生質體酶解液怎麼溶解
分離常用方法：分離原生質體時，首先要使酶制劑大量吸附到細胞壁上去。
因此，一般先將材料分離成單細胞，然後分解細胞壁。採用將酶液減壓滲入組織，或將組織切成薄片等方法，都可增加酶液與纖維素分子接觸的機會。用酶法分離原生質體可以採用以下兩種不同的方法路線。兩步法或順序法：首先用離析酶或果膠酶處理組織使胞間層降解，把細胞分開再用纖維素酶處理這些游離的細胞，使原生質體釋放出來。
一步法或同時法：即把一定量的纖維素酶、果膠酶和半纖維素酶組成混合酶溶液，將材料置於其中處理，一次即可得到分離的原生質體。因為一步法方便省力，因此很常用。
回答於 2019-06-15
詳情
H. 做酶解實驗需要調節pH值，請問用什麼調節，濃度要多少
你好
這個問題沒有一定的規矩，太濃了，調整容易過量，太稀了又加的太多（且費時間）。
一般用1－6M之間的即可。
剛剛看到你還有四個精確的提問：
（1）用1mol/l的即能夠達到精確調整要求。（如果調整速度太慢，最高可以用6mol/l的溶液）
（2）按照1mol/l的溶液配製，假定要配製100ml，需要的濃鹽酸（液體）和氫氧化鈉（固體）分別是：8ml、4g。
（3）這兩種化學試劑在封閉好的玻璃瓶中（如小滴瓶中）能夠長期保存而不會變質（至少半年以上）。（只是氫氧化鈉溶液在玻璃滴瓶中時間過長會出現蓋子不易打開現象）
（4）市售濃鹽酸（36%）的濃度為12mol/l是正確的，只是這個濃度是大約值。