核酸提取常用的方法

『壹』 DNA實驗室常用的DNA提取方法有哪些

提取DNA主要有SDS和CTAB法，其實提取效果的好壞主要看提取的對象是什麼樣的材料，在提取之前一定要好好分析材料的特性，然後在設計實驗步驟。
一）CTAB法
CTAB是一種去污劑，可溶解細胞膜，它能與核酸形成復合物，在高鹽溶液中（0.7
mol/L
NaCl）是可溶的，當降低溶液鹽濃度到一定程度（0.3
mol/L
NaCl）時，從溶液中沉澱，通過離心就可將CTAB與核酸的復合物同蛋白質、多糖類物質分開，然後將CTAB與核酸的復合物沉澱溶解於高鹽溶液，再加入乙醇使核酸沉澱，CTAB能溶解於乙醇。
（二）SDS法
利用高濃度的SDS，在較高溫度（55—65℃）條件下裂解細胞，使染色體離析，蛋白質變性，釋放出核酸，然後採用提高鹽濃度及降低溫度的做法使蛋白質及多糖雜質沉澱（最常用的是加入5M的KAc於冰上保溫，在低溫條件下KAc與蛋白質及多糖結合成不溶物），離心除去沉澱後，上清液中的DNA用酚/氯仿抽提，反復抽提後用乙醇沉澱水相中的DNA。
以下是在提取熱帶水果DNA時設計的兩種不同方法步驟，對比起來CTAB法好，在禾本科植物效果差不多！
1、
CTAB法
1）
在所需量的CTAB抽提液中加入2－巰基乙醇，使終濃度達2％（v/v）。將此溶液預熱至65℃。
對於每克新鮮的葉組織大約需要4ml的2－ME/CTAB抽提液。
2）
用液氮（－196℃）或乾冰（－78℃）冷卻粉碎器/勻漿器，將0.5
g植物組織粉碎成細粉，然後將組織轉移到2.0
ml離心管。
3）
加入800
µl預熱的2－Me/CTAB，混合使之充分濕潤，於65℃溫育20
min，不時顛倒混勻。
4）
待冷至室溫後，加入800
µl氯仿/異戊醇（24：1），顛倒混勻至溶液呈乳濁狀----但不要振盪。25℃，10000
rpm離心10
min。
5）
上清（~700
µl）轉移至另一干凈的離心管中，加入5
µl
RNaseA貯液，37℃溫育30
min。
6）
加入700
µl氯仿/異戊醇，顛倒混勻，25℃，10000
rpm離心10
min。
7）
上清（~600
µl）轉移至另一干凈的1.5
ml離心管中，加入600
µl異丙醇，顛倒混勻，室溫或-20℃放置20
min。
8）
25℃，12000
rpm，離心10
min，收集沉澱。
9）
去上清，加1
ml70%乙醇洗滌沉澱兩次。（25℃，12000
rpm，離心10
min）
10）涼干DNA，溶於50
µl
ddH2O，4℃保存備用。
2、
SDS法
①
將0.3
g植物材料於液氮速凍，然後在研缽中將其磨碎，將粉末轉至2
ml離心管中。
②
加入1.2
ml預熱至65℃的提取緩沖液（其中加入3
μl
β—巰基乙醇，增加DNA的穩定性），置65℃水浴中放置30分鍾，不時顛倒混勻。。
③
加入0.45
ml
5M的醋酸鉀，混勻，冰浴20分鍾，在10000
rpm離心20
min。需要的話，Miracloth紗布過濾除去沉澱，上清液轉入另一離心管中。
④
加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000
rpm離心15
min。
⑤
轉移上清液到另一新離心管中，加5
μl
RNaseA貯液，37℃溫育30
min。
⑥
加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000
rpm離心15
min。
⑦
轉移上清液到另一新離心管中，加入0.7V異丙醇，輕輕顛倒混勻，-20℃放置30分鍾沉澱核酸。
⑧
25℃，12000
rpm，離心10
min，收集沉澱。
⑨
棄上清，70％乙醇洗兩次。
⑩
涼干DNA，溶於50
µl
ddH2O，4℃保存備用。

『貳』 核酸檢驗方法

核酸檢測具體流程如下：
1. 核酸提取
使用硅膠柱離心、磁性硅膠顆粒分離方法以及自動化儀器等商品化試劑或設備並按說明書操作。提取RNA時應注意防止RNA降解。DNA應置於-20℃保存，RNA和需長期保存的DNA應置於-80℃保存。
2. 逆轉錄合成cDNA
逆轉錄cDNA合成反應需使用逆轉錄引物、dNTPs、逆轉錄酶、RNA酶抑制劑、DTT、緩沖液和適量無RNA/DNA酶的超純水以及RNA模板。在擴增儀或水浴箱中，在規定的溫度和時間下進行逆轉錄反應。建議使用商品化RT-PCR一步法試劑進行第一輪擴增反應。逆轉錄cDNA合成反應需使用逆轉錄引物、dNTPs、逆轉錄酶、RNA酶抑制劑、DTT、緩沖液和適量無RNA/DNA酶的超純水以及RNA模板。在擴增儀或水浴箱中，在規定的溫度和時間下進行逆轉錄反應。使用商品化RT-PCR一步法試劑進行第一輪擴增反應。
3. PCR擴增反應（使用二次擴增的套式PCR擴增方法）
PCR反應需使用引物、dNTPs、DNA聚合酶（如Taq酶等）、緩沖液、和適量無RNA/DNA酶超純水、以及模板（DNA或cDNA）。在擴增儀中，按照設定的程序進行擴增。使用二次擴增的套式PCR擴增方法。
4. 擴增產物定性分析
擴增產物常用分析方法是瓊脂糖凝膠電泳法，與分子量標准比較，判斷擴增片段是否在預期的分子量范圍內。其它擴增產物分析方法還有限制性內切酶酶切分析、特異性探針雜交分析以及DNA序列分析等。自動化核酸擴增儀使用酶聯比色分析或熒光探針雜交等原理測定。
5.結果判定和完成報告單
（1）實驗成立的條件：每一次檢測需同時做兩個陽性對照、兩個陰性對照，只有陽性對照擴增出預期的片段、陰性對照沒有擴增出任何片段、雙份平行樣品結果一致的情況下實驗才成立，可以作出核酸陽性或陰性反應結果的判定。
（2）HIV核酸檢測陽性：發現核酸陽性反應，應該重復採集樣品進行復測，復測結果呈核酸陽性反應則判定為核酸陽性，復測結果為核酸陰性反應則判為不確定結果，需進一步隨訪檢測。
（3）HIV核酸檢測陰性：只可報告本次實驗結果陰性。
（4）應在完成檢測後5個工作日內發出檢測報告。

『叄』 核酸的分離方法有什麼

核酸（nucleic acid）是遺傳信息的攜帶者,是基因表達的物質基礎.無論是進行核酸結構還是功能研究,首先需要對核酸進行分離和純化.核酸樣品質量將直接關繫到實驗的成敗.核酸分離、純化原則：1.保持核酸分子一級結構的完整性.因為遺傳信息全部儲存在一級結構之中,核酸的—級結構還決定其高級結構的形式以及和其他生物大分子結合的方式.2.分離核酸原則:1）溫度不要過高；2）控制pH值范圍(pH值5-9); 3）保持一定離子強度; 4）減少物理因素對核酸的機械剪切力.
在核酸分離提取中最重要的是要防止核酸的生物降解,細胞內或外來的各種核酸酶能消化核酸鏈中的磷酸二酯鍵,破壞核酸一級結構.所用器械和一些試劑需高溫滅菌,提取緩沖液中需加核酸酶抑制劑.
常用的DNA酶抑制劑有1.金屬離子螯合劑：如EDTA-Na2(乙二胺四乙酸二鈉)、8-羥基喹啉.2.陰離於型表面活性劑如SDS,該試劑除對核酸酶有抑製作用外,還能使蛋白質變性,並與變性蛋白結合成帶負電荷的復合物,該復合物在高鹽溶液中沉澱.
常用的RNA酶（RNAase)抑制劑有：1.皂土（bentonite ）作用機制：皂土帶負電荷,能吸附RNase,使其失活.2. DEPC(二乙基焦碳酸鹽) (C2H5OCOOCOOC2H5)粘性液體,很強的核酸酶抑制劑.作用機制：與蛋白質中His結合使蛋白變性.

『肆』 認識核酸提取的知識筆記2020-05-07

一．核酸抽提原理：

核酸抽提包含樣品的裂解和純化兩大步驟。其是：裂解樣品中的核酸游離在體系；純化游離的核酸，使之與體系中的其它成分分離（如蛋白質、鹽及其它雜質徹底分離）。

常用的裂解液：包括去污劑 (如 SDS、Triton X-100、NP-40、Tween 20 等) 和鹽 (如 Tris、EDTA、NaCl 等)。

去污劑的作用，是通過使蛋白質變性、破壞膜結構、解開與核酸相連接的蛋白質，從而實現核酸游離在裂解體系中。

鹽的作用，除了提供一個合適的裂解環境 (如 Tris)，還包括抑制樣品中的核酸酶在裂解過程中對核酸的破壞 (如 EDTA)、維持核酸結構的穩定 (如NaCl) 等。

裂解體系中還可能加入蛋白酶，利用蛋白酶將蛋白質消化成小的片段，促進核酸與蛋白質的分開，同時，也便於後面的純化操作以及獲得更純的核酸。也有直接使用高濃度的蛋白質變性劑 (如 GIT、GuHCl 等) 裂解的，該方法已經成為了 RNA 抽提的主流，卻不是基因組 DNA 抽提的主流。

二．最常用的純化方法

（一） PC 抽提（Phenol-chloroform extraction：酚氯仿抽提）+醇沉澱：利用PC對裂解體系進行反復抽提以去除蛋白質，實現核酸與蛋白質的分離，再用醇將核酸沉澱下來，實現核酸與鹽的分離。

（二）介質純化：利用某些固項介質，在某些特定的條件下，選擇性地吸附核酸，而不吸附蛋白質及鹽的特點，實現核酸與蛋白質及鹽的分離。

（三）高鹽沉澱去除蛋白質是第一種純化方法的一個變體，省略了PC操作的麻煩，也有不純化的抽提方法，但是用途多局限於簡單的 PCR。

三．裂解方法的評價

（一）含蛋白酶的裂解方法是抽提基因組 DNA 的首選。包括裂解游離的膜蛋白與基因組 DNA 相連接的游離蛋白質。

（二）不使用蛋白酶的去污劑裂解方法，在細胞基因組 DNA 抽提方面仍然有優勢。尤其是當得率和純度要求不是最高，而經濟性及操作簡單很重要時，控制好裂解液/樣品的比例是該方法成功的關鍵。該方法結合高鹽沉澱，可以實現最簡單的操作，但純度及得率的穩定性可能會比用 PC 抽提的差一些。

（三）高濃度蛋白質變性劑 (如 GIT、GuHCl 等) 的裂解方法是抽提 RNA 的首選。

（四）含 CTAB 的裂解液，幾乎成為富含多糖的樣品，如細菌、植物的基因組 DNA 抽提的首選裂解方法。

（五）SDS 鹼裂解法是質粒抽提的首選裂解方法，具有快速、得率高、幾乎無基因組 DNA 污染的特點。

（六）PCR 模板的簡易裂解方法，也是使用面很廣的一類方法。該方法的特點是無須純化，樣品被裂解後即可直接取裂解液用於 PCR，非常快速。

四．純化方法的評價

（一）PC 抽提/醇沉澱方法：穩定、可靠、經濟、方便。PC 抽提可以徹底去除蛋白質，醇沉澱可以去除鹽，對於一般的干凈的樣品 (雜質為蛋白質)，該方法完全可以獲得高質量的核酸。

（二）高鹽沉澱蛋白質/醇沉澱方法：同樣也是一個非常不錯的方法。與 PC 抽提方法相比，除了純度的穩定性可能要低一點外，該方法幾乎克服了 PC 抽提的所有缺點。更快、更輕松去除蛋白質所伴隨的好處是，可以用於大規模抽提，不足是純度 (蛋白質殘留) 不夠穩定。

（三）介質純化方法：是一個越來越受到重視的方法。其最大特點是非常適合大規模核酸抽提，並且因為受人為操作因素影響小，純度的穩定性很高 (雖然純度不一定比PC 純化方法更高)。其致命弱點是樣品過量。介質可以分為兩大類，一類是柱式的，即介質被預先裝填在下面是通的柱子里；另外一類則是顆粒狀 (如Glassmilk、磁性小珠等)。

五．醇的沉澱

醇的沉澱，目的是使核酸從裂解體系中沉澱下來，從而實現核酸與其它雜質（主要是鹽）的分離。實際操作中，許多雜質也會與核酸一起被醇沉澱下來，尤其是當其它雜質的濃度也比較高的時候。醇的沉澱並不是非常特異性的，任何有機大分子及一些鹽，當濃度達到一定水平後，都可能同步被沉澱下來。最有參考價值的是 TRIzol 提供的一個沉澱方案：一半異丙醇加一半高鹽溶液替代純粹的異丙醇，可以大大降低多糖殘留。

PEG、LiCl、CTAB 都可以用於核酸沉澱。雖然它們遠沒有醇沉澱的高使用頻率，但卻各有特點。LiCl 可以沉澱 RNA 以去除DNA，CTAB 可以從含多糖的裂解體系中將核酸沉澱下來。PEG是沉澱病毒顆粒的方便手段。

六．洗滌

洗滌首先一定要將沉澱懸浮起來；第二就是要有一定的時間，尤其是當核酸沉澱比較大時 (使核酸沉澱最終蓬鬆)；第三是少量多次；第四則是去上清要徹底。

七．核酸質量的檢測問題

目前用於正式實驗前檢測核酸質量的方法，一是電泳，二是紫外分光光度儀。

（一）電泳檢測的主要是核酸的完整性和大小，只要核酸不是太小或者太大 (超出電泳分離范圍)，電泳還可以用於估計核酸的濃度，但其准確度與經驗有關；另外，電泳也可能提供某些雜質污染的信息。

（二）紫外分光光度儀檢測的是純度和核酸含量，該儀器的靈敏度非常高，A230 : A260 : A280 = 1 : 2 (DNA 為 1.8) : 1 為理論上的數據，實際測定時會有一些差別；但如果差別太大，就有問題了。如： A260/A230 > 2 就是純的，如果 A260/A280

> 2.3 就是核酸降解，A260/A230比2大許多，一定是有雜質殘留的。

八．核酸的溶解和保存

純化後的核酸，最後多使用水或者低濃度緩沖液溶解；其中 RNA以水為主，DNA 則多以弱鹼性的 Tris 或者 TE 溶解。經典的 DNA 溶解方法多提倡使用 TE 溶解，認為 EDTA 可以減少DNA 被可能殘留下來的 DNase 降解的風險；如果操作過程式控制製得當，DNase 的殘留幾乎是可以忽略的，完全可以直接使用 Tris 或者水 (pH 接近 7) 溶解DNA。

實驗室常用保存方法: -20℃保存的 DNA， -70℃保存的RNA。

『伍』 核酸的提取方法有幾種

DNA的提取方法有7種：酚抽提法、甲醯胺解聚法、玻璃棒纏繞法、異丙醇沉澱法、表面活性劑快速制備法、加熱法快速制備、鹼變性快速制備。核酸是一類生物聚合物，是所有已知生命形式必不可少的組成物質。核酸是脫氧核糖核酸（DNA）和核糖核酸（RNA）的總稱。
脫氧核糖核酸（英文DeoxyriboNucleicAcid，縮寫為DNA）是生物細胞內含有的四種生物大分子之一核酸的一種。DNA攜帶有合成RNA和蛋白質所必需的遺傳信息，是生物體發育和正常運作必不可少的生物大分子。DNA由脫氧核苷酸組成的大分子聚合物。脫氧核苷酸由鹼基、脫氧核糖和磷酸構成。其中鹼基有4種：腺嘌呤（A）、鳥嘌呤（G）、胸腺嘧啶（T）和胞嘧啶（C）。

『陸』 核酸提取或純化技術主要有哪幾類

核酸提取或純化技術主要有三類：

1、傳統方法（操作復雜，耗時長）

2、離心柱法（試劑盒）

3、磁珠法（可單獨采購磁珠或買成品試劑盒）

其中，磁珠法可實現自動化操作，是目前比較主流的方法。

核酸提取應用在疾病控制中心、臨床疾病診斷、輸血安全、法醫學鑒定、環境微生物檢測、食品安全檢測、畜牧業和分子生物學研究等多種領域。

(6)核酸提取常用的方法擴展閱讀：

核酸提取的注意事項：

1、儀器的安裝環境：正常的大氣壓(海拔高度應該低於3000m)、溫度20-35℃、典型使用溫度25℃、相對濕度10%-80%、暢通流入的空氣為35℃或以下。

2、避免將儀器放置在靠近熱源的地方，如電暖爐；同時為防止電子元件的短路，應避免水或者其他液體濺入其中。

3、進風口和排風口均位於儀器背面，同時避免灰塵或纖維在進風口聚集，保持風道的暢通。

4、核酸提取儀離其他豎直面至少10cm。

5、儀器接地：為了避免觸電事故，儀器的輸入電源線必須接地。

6、遠離帶電電路：操作人員不得擅自拆解儀器，更換元件或進行機內調節必須有持證的專業維修人員完成，不要在接通電源的情況下更換元件。

『柒』 核酸含量的測定方法及原理都有哪些

核酸檢測的主要原理其實是反轉錄和聚合酶鏈式擴增反應。也叫做RT-PCR。目前對新型冠狀病毒進行的核酸檢測也主要採用此種方式。簡單來說就是採取患者鼻咽拭子、痰和其他下呼吸道分泌物、血液、糞便，檢測人員通過。核酸提取試劑盒提取患者標本里邊兒的核酸，然後把提取到的核酸放進檢測試劑中進行復制擴增。然後再根據檢測結果進行判斷如果是陰性代表沒有感染，如果是陽性代表有感染。目前對新型冠狀病毒核酸檢測會存在假陰性的可能，所以可以選擇多次測量。如果連續兩次核酸檢測為陰性，同時沒有臨床症狀可以排除感染，並且對已經感染了新型冠狀病毒肺炎的患者，如果連續兩次檢測核酸為陰性，注意間隔時間必須大於一天，同時臨床症狀緩解，影像學好轉也可以解除隔離。

『捌』 核酸提取中除去蛋白質的方法主要有哪幾種

可以用氯仿抽提之後離心，離心後分三層，下層有機層中有一些脂溶性的雜質，中間層白色絮狀沉澱是蛋白，上清液中即含有核酸。也有很多試劑盒，是可以把核酸掛在柱子上，把蛋白質等雜質離心掉，這個方法即快捷又方便。

凝膠過濾，這是很容易去除小分子雜質物質的方法。

如果蛋白樣本和核酸的分子大小差別比較大，可以考慮用超濾的方法。

超濾是以壓力為推動力的膜分離技術之一，以大分子與小分子分離為目的 。

加入核酸酶消化三個小時。

比如加一定量的DNAase 和RNAse酶消化。

(8)核酸提取常用的方法擴展閱讀：

核酸模板在核酸聚合酶、引物、四種單脫氧核苷酸存在條件下復制或轉錄時，如果在四管反應系統中分別按比例引入四種雙脫氧核苷酸，只要雙脫氧核苷酸摻入鏈端，該鏈就停止延長，鏈端摻入單脫氧核苷酸的片段可繼續延長。

如此每管反應體系中便合成以共同引物為5』端，以雙脫氧核苷酸為3』端的一系列長度不等的核酸片段。反應終止後，分四個泳道進行電泳。以分離長短不一的核酸片段（長度相鄰者僅差一個核苷酸），根據片段3』端的雙脫氧核苷酸，便可依次閱讀合成片段的核苷酸排列順序。

『玖』 提取基因組DNA的方法有哪些各有何優缺點

1、苯酚氯仿抽提法

優點是採用了實驗室常見的試劑和葯品，做起來成本比較低廉。

缺點是由於使用了苯酚、氯仿等試劑，毒性較大，長時間操作對人員健康有較大影響，而且核酸的回收率較低，損失量較大，由於操作體系大，不同實驗人員操作重復性差，不利於保護RNA，很難進行微量化的操作。

2、離心柱法

離心柱法DNA提取它的優點是比傳統的酚氯法提取的純度高，有利於RNA保護，而且能進行微量操作，以其低廉的價格和相對便捷的操作，漸逐取代了傳統DNA提取方法，被高校科研所等市場普遍接受。

離心柱法DNA提取的缺點是需要較多的樣本，耗材多，對於珍稀樣本無能為力，特別是在法醫、考古等領域顯得力不從心。

同時離心柱法DNA提取需要反復離心，不便於高通量、自動化操作，與現代生物學實驗的高通量、自動化要求格格不入，特別是在基因診斷、疾病檢測、轉基因檢測等領域，離心柱法DNA提取需要大量的操作人員及儀器設備。

當面對突發疫情時，更是需要有高通量的DNA提取設備與方法才能更有效准確的監測疫情、控制疫情。

3、磁珠法

磁珠法是納米科技與生物技術的完美結合，具有其他DNA提取方法無法比擬的優勢，主要體現在：

（1）能夠實現自動化、高通量操作，配合96孔的核酸自動提取儀，在以往做一個樣品的提取時間內可同時實現對96個樣品的處理，效率直接提高96倍，滿足了當前生物學高通量操作的要求，使得在大規模疫情爆發時能夠進行快速篩查原因，這個優點是其他方法難以趕超的。

（2）操作簡單、用時短，整個提取流程只有裂解、結合、洗滌、洗脫四步短時間內即可完成。

（3）安全無毒，不使用傳統方法中的苯、氯仿等有毒試劑，對實驗操作人員的傷害少，保護了實驗人員的身體健康。

（4）磁珠與核酸的特異性結合使得提取的核酸純度高、濃度大。

（5）靈敏度高，適合法醫樣本等痕量DNA提取。

(9)核酸提取常用的方法擴展閱讀：

磁珠法的原理是在磁珠表面修飾有對核酸有吸附作用的特定活性官能基團，通過不同的裂解液結合液洗滌液在特定的條件下能夠與目的物質進行特異性結合，同時利用磁珠自身的磁性，在外磁場的作用下可以方便地實現定向移動與富集，從而達到核酸與雜質分離的目的，進而實現對目標物質的分離純化，獲得純化核酸。

『拾』 DNA的提取如何進行以及最常見的方法

提取DNA主要有SDS和CTAB法，其實提取效果的好壞主要看提取的對象是什麼樣的材料，在提取之前一定要好好分析材料的特性，然後在設計實驗步驟。
一）CTAB法
CTAB是一種去污劑，可溶解細胞膜，它能與核酸形成復合物，在高鹽溶液中（0.7
mol/L
NaCl）是可溶的，當降低溶液鹽濃度到一定程度（0.3
mol/L
NaCl）時，從溶液中沉澱，通過離心就可將CTAB與核酸的復合物同蛋白質、多糖類物質分開，然後將CTAB與核酸的復合物沉澱溶解於高鹽溶液，再加入乙醇使核酸沉澱，CTAB能溶解於乙醇。
（二）SDS法
利用高濃度的SDS，在較高溫度（55—65℃）條件下裂解細胞，使染色體離析，蛋白質變性，釋放出核酸，然後採用提高鹽濃度及降低溫度的做法使蛋白質及多糖雜質沉澱（最常用的是加入5M的KAc於冰上保溫，在低溫條件下KAc與蛋白質及多糖結合成不溶物），離心除去沉澱後，上清液中的DNA用酚/氯仿抽提，反復抽提後用乙醇沉澱水相中的DNA。
以下是在提取熱帶水果DNA時設計的兩種不同方法步驟，對比起來CTAB法好，在禾本科植物效果差不多！
1、
CTAB法
1）
在所需量的CTAB抽提液中加入2－巰基乙醇，使終濃度達2％（v/v）。將此溶液預熱至65℃。
對於每克新鮮的葉組織大約需要4ml的2－ME/CTAB抽提液。
2）
用液氮（－196℃）或乾冰（－78℃）冷卻粉碎器/勻漿器，將0.5
g植物組織粉碎成細粉，然後將組織轉移到2.0
ml離心管。
3）
加入800
µl預熱的2－Me/CTAB，混合使之充分濕潤，於65℃溫育20
min，不時顛倒混勻。
4）
待冷至室溫後，加入800
µl氯仿/異戊醇（24：1），顛倒混勻至溶液呈乳濁狀----但不要振盪。25℃，10000
rpm離心10
min。
5）
上清（~700
µl）轉移至另一干凈的離心管中，加入5
µl
RNaseA貯液，37℃溫育30
min。
6）
加入700
µl氯仿/異戊醇，顛倒混勻，25℃，10000
rpm離心10
min。
7）
上清（~600
µl）轉移至另一干凈的1.5
ml離心管中，加入600
µl異丙醇，顛倒混勻，室溫或-20℃放置20
min。
8）
25℃，12000
rpm，離心10
min，收集沉澱。
9）
去上清，加1
ml70%乙醇洗滌沉澱兩次。（25℃，12000
rpm，離心10
min）
10）涼干DNA，溶於50
µl
ddH2O，4℃保存備用。
2、
SDS法
①
將0.3
g植物材料於液氮速凍，然後在研缽中將其磨碎，將粉末轉至2
ml離心管中。
②
加入1.2
ml預熱至65℃的提取緩沖液（其中加入3
μl
β—巰基乙醇，增加DNA的穩定性），置65℃水浴中放置30分鍾，不時顛倒混勻。。
③
加入0.45
ml
5M的醋酸鉀，混勻，冰浴20分鍾，在10000
rpm離心20
min。需要的話，Miracloth紗布過濾除去沉澱，上清液轉入另一離心管中。
④
加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000
rpm離心15
min。
⑤
轉移上清液到另一新離心管中，加5
μl
RNaseA貯液，37℃溫育30
min。
⑥
加入等體積氯仿：異戊醇（24：1），輕輕顛倒混勻，12000
rpm離心15
min。
⑦
轉移上清液到另一新離心管中，加入0.7V異丙醇，輕輕顛倒混勻，-20℃放置30分鍾沉澱核酸。
⑧
25℃，12000
rpm，離心10
min，收集沉澱。
⑨
棄上清，70％乙醇洗兩次。
⑩
涼干DNA，溶於50
µl
ddH2O，4℃保存備用。