小鼠處死常用的方法有

⑴ 小鼠灌胃 處死 解剖

目的：觀察「酒花素油劑」小鼠口服和大鼠皮膚用葯的毒性反應。方法：小鼠灌胃給予不同濃度的「酒花素油劑」(各劑量間比值為0.85)，觀察死亡情況，用Bliss法計算LD 50 。大鼠背部脫毛，塗以不同濃度的「酒花素油劑」，塗葯面積約占體表面積的10%，破損皮膚組用針尖劃破表皮。給葯後觀察大鼠的體重及中毒反應。結果：小鼠口服「酒花素油劑」後的LD 50 為557.06 mg/kg，中毒表現主要為肢體抽搐和呼吸困難。大鼠完整皮膚對濃度為臨床用濃度10倍的「酒花素油劑」能較好耐受，破損皮膚對7倍於臨床用濃度的「酒花素油劑」亦能較好耐受。結論：「酒花素油劑」口服為低毒性物質，完整皮膚和破損皮膚用葯均較為安全。

「酒花素油劑」為上海華光啤酒廠生產的，用於促進慢性瘡瘍及燒傷創口等癒合的外用制劑。為了考察「酒花素油劑」的安全性，本文擬觀察「酒花素油劑」一次給予小鼠口服後所產生的毒性反應及死亡情況，並觀察完整皮膚及破損皮膚的大鼠在短期內接觸「酒花素油劑」後所產生的毒性反應。

1 材料

1.1 動物：昆明種小鼠，體重18～22 g，雌雄各半；SD大鼠，體重170～230 g，雌雄各半，由第二軍醫大學實驗動物中心提供。

1.2 葯品：「酒花素」及中性植物油(溶劑)由華光啤酒廠提供。根據實驗要求，將「酒花素」溶於中性植物油中，配製成不同濃度的「酒花素油劑」。

2 實驗方法

2.1 小鼠口服LD50〔1〕

根據預試結果，在葯物劑量為366～970 mg/kg的范圍內，將小鼠按體重均勻分為7組，每組10隻(�♀各5隻)，各劑量間距為0.85，灌胃給葯體積為每10 g體重0.1 ml。另設一溶劑對照組，僅給中性植物油0.8 ml/只。

小鼠禁食12小時後灌胃給葯，給葯後即開始觀察動物的毒性反應情況，及時記錄死亡數。死亡動物立即進行解剖，觀察內臟器官的病變情況。未死動物連續觀察9天，9天後處死，解剖，觀察臟器變化。

用Bliss法計算LD 50 ，採用計算機「NDST程序」進行運算。

2.2 大鼠皮膚急性毒性實驗〔2〕

實驗動物分為完整皮膚和破損皮膚兩部分，每個部分又分為大、中、小三個劑量組，劑量間距為0.7，每組10隻大鼠。另設溶劑對照組，每組6隻大鼠。

大鼠在氯胺酮(90 mg/kg ip)麻醉下，進行背部脫毛(用剃刀仔細剪去背部的毛)，脫毛范圍約為4.5 cm×7 cm(約占體表面的10%左右)。在此脫毛區內均勻塗以不同濃度的「酒花素油劑」及溶劑，約0.6 ml/只，塗完後用無毒塑料薄膜覆蓋，綳帶包紮。破損皮膚組大鼠在背部脫毛區用針尖劃破表皮，以滲血為度，然後再塗以不同濃度的「酒花素油劑」。給葯後即開始觀察動物的全身毒性反應，死亡動物立即進行屍體解剖，肉眼觀察各臟器的病變情況，10天後處死大鼠，大體解剖，肉眼觀察全身各器官的變化情況。

3 結果

3.1 小鼠口服LD 50

小鼠灌胃給葯後，死亡動物約在0.5～2小時內出現呼吸急促、煩躁等表現，隨後出現肢體抽搐，死亡前有明顯的驚厥表現。死亡一般發生在給葯後的1～6小時內，個別發生在12～48小是內。死後立即屍檢可見，小鼠因死前的肌肉強直而表現為屍體僵硬，心臟停跳於收縮狀態。內臟重要器官(心、肺、肝、脾、腎及消化道等)未見充血、水腫及明顯的器質性變化。存活動物多數有一過性的呼吸急促表現，24小時內活動稍差，食慾減少。24小時(個別48小時)後逐漸恢復活動和攝食，一般情況良好，無其他不良反應的表現發生。連續觀察9天後處死小鼠，大體解剖未見肉眼可見的病理變化。溶劑對照組10隻小鼠給葯後無明顯的毒性反應出現，觀察10天後處死，大體解剖亦無異常發現。

各劑量組的死亡情況見表1，死亡率無明顯的性別差異。

用Bliss法計算得LD 50 =577.06 mg/kg,95%可信限范圍為505.74～658.43 mg/kg。

3.2 大鼠皮膚急性毒性實驗

各劑量組大鼠的死亡情況及給葯前後的體重變化情況見表2。

表1 小鼠口服「酒花素油劑」後LD 50 計算(Bliss法)

劑量(mg/kg)
對數劑量(X)
動物數(只)
死亡動物數(只)
死亡率(%)
機率單位(Y)

970
2.987
10
10
100
6.75

824
2.916
10
8
80
6.20

701
2.846
10
7
70
5.66

596
2.775
10
6
60
5.11

506
2.704
10
4
40
4.56

430
2.633
10
2
20
4.01

366
2.563
10
0
0
3.46

表2 大鼠皮膚用「酒花素油劑」後的毒性反應

組
別
葯物濃度(%)
動物數(只)
死亡動物數(只)
體重 (g,x±s)

用葯前 用葯後
完
整
皮
膚
A
53.67
10
0
206±19
210±24

B
37.57
10
0
207±21
220±20

D
溶劑
6
0
198±19
206±22

破
損
皮
膚
A
53.67
10
2
200±20
204±23

B
37.57
10
0
202±18
207±21

C
26.30
10
0
198±19
199±24

D
溶劑
6
0
206±22
208±20

在完整皮膚的大鼠中，兩個用葯組及溶劑對照組均無明顯的毒性表現，用葯後飲食、活動無明顯變化。各組動物給葯局部均未發現明顯的紅、腫等刺激反應，1周後脫毛區開始長毛。連續觀察10天後處死大鼠，大體解剖未見明顯的臟器異常變化。

破損皮膚大鼠用葯後，大劑量組在4～24小時內有2隻死亡，死前出現明顯的呼吸困難及輕度肌肉抽搐，死後屍體解剖無明顯的異常發現。另有兩只大劑量組及1隻中劑量組的大鼠在用葯後8～12小時內出現一過性的呼吸困難。其餘各用葯組及溶劑對照組的大鼠均未見明顯的毒性反應，僅少數動物在用葯當天食慾稍差。連續觀察10天，大鼠飲食、活動均無異常，體重變化亦不明顯。大鼠皮膚破損區創口第二天開始結痂，無明顯的紅腫及潰爛表現，亦無感染發生。創口約1周左右癒合，無明顯疤痕。觀察10天，部分大鼠脫毛局部已開始長毛，10天後處死，大體解剖未發現肉眼可見的異常變化。

4 討論

酒花素是從啤酒花中提取的有效成分，主要由蛇麻酮、草酮等組成。已有的研究資料表明，酒花素有一定的抗菌和促進肉芽組織增生的作用。本實驗的結果顯示，大鼠在用葯面積占體表面積10%的情況下，破損皮膚對濃度為26.30%的「酒花素油劑」能較好耐受，對37.57%的濃度亦能耐受，且破損皮膚創口癒合較快，無感染發生。該兩濃度分別為臨床用葯濃度的5倍和7倍(臨床用葯濃度為5%)。完整皮膚對於臨床用葯濃度10倍劑量的「酒花素油劑」亦能耐受，不出現明顯的中毒反應。作為溶劑的中性植物油用在破損皮膚和完整皮膚上均無明顯的毒性反應。小鼠口服該葯的LD 50 為577.06 mg/kg，屬低毒物質。以上結果提示，「酒花素油劑」臨床應用較為安全。

⑵ 電擊殺生怎麼殺動物減輕痛苦

最好的辦法就是安樂死，麻醉後快速致死，無痛苦。不麻醉的話就是盡量快。以小鼠為例，有條件的用二氧化碳處死箱，完全無痛苦，又快，是處死嚙齒類的最好方法；沒條件的就用脫頸椎了，小鼠立即死亡，痛苦時間極短。

⑶ 如何解剖小鼠

器械：眼科剪刀、鑷子、泡沫板、針頭
1.摘眼球放血
2.脫頸椎處死
3.用針頭固定四肢於泡沫板上，腹部朝上。
4.鑷子捏起腹部皮膚，剪刀剪一小口，暴露腹壁。注意不要一刀剪破腹壁，這樣毛容易進入腹腔，裡面就不是無菌的了。
5.用手在小口處撕開皮膚，盡量暴露腹部。
6.鑷子夾起腹壁，剪開腹腔即可。

如果要求無菌的話，處死的小鼠先在75%酒精中浸泡5min，鑷子，剪刀都要消毒。

⑷ 小鼠怎麼處死

實驗室小鼠一般是採用斷頸法，這是小鼠處死最常用的方法，也是小鼠痛苦程度最小的處死方法，符合動物福利學。具體操作為：左手夾住小鼠的頸部，右手抓住小鼠尾巴，兩手猛的用力牽拉。

⑸ 小白鼠實驗完為什麼要處死

處死一方面為了防止疾病傳播，另一方面很多葯物實際上是對生物體有損傷的實驗葯物，服用或注射葯物後的小鼠會很痛苦。處死以往採用的是頸椎脫臼法，現在也認為是有痛苦的，建議葯物麻醉後處死。這是符合實驗動物倫理的。
實驗用小白鼠的原因是：
成本低。從單只動物的價格上講，一隻純種小白鼠才十幾元，從飼養成本上講，小白鼠僅食少量飼料，飼養小白鼠，一個小籠子，一個房間可以喂養上百隻小白鼠。
數量充足，許多實驗需要統計學分析，這就要求一定的數量，大白鼠和小白鼠，特別是小白鼠，在人工繁殖條件下，能滿足這一要求。其次，老鼠繁殖周期快，質量小，對各種刺激的敏感性較強，且容易標記。所以葯物或現象在它的身上可以比較快的顯示出來。這樣就大大縮短了科學家實驗的時間成本。

⑹ 實驗室死掉的小白鼠應當如何處理

我認為應該好好安葬它們，畢竟是為了人類犧牲的，給它們立個碑。

我做過實驗的小白鼠都是統一放到一個桶里的。會有實驗員統一回收，和其他幾位一樣，冷凍後焚燒，其實醫學院據說也是這樣處理用完的人屍體的。肢解，冷凍，焚燒。我校生科學院自己就有處理的實驗室和專員。

對大鼠眼底取血可以重復多次，但是小鼠太小血量也少，即使眼底取血基本取一次也就過去了，所以許多地方乾脆就摘除眼球取血，簡單快速保證取完能死動物也少受罪，這也是正常的標准操作了啦。

裝入自封袋，標記好信息，比如什麼實驗，處死日期，操作者等必要信息，然後分類凍存於-80冰箱，之後統一焚化處理。然後埋葬。

⑺ 大鼠的處死方法

小動物的處死方法 以下幾種方法適用於大鼠、小鼠這類小動物。
（1）脊椎脫臼法：是將動物的頸椎脫臼，斷開脊髓使動物致死。左手拇指與食指用力向下按住鼠頭，右手抓住鼠尾用力向後拉，鼠便立即死亡。這是最常用的一種方法。
（2）急性大失血法：可將眼球摘除導致大量失血致死。
（3）擊打法：右手抓住鼠尾提起，用力撞擊其頭部，鼠痙攣後立即死亡。用小木槌擊打鼠頭部也可致死。
（4）斷頭法：給小鼠斷頭時，可用左手拇指和食指夾住小鼠的肩胛部，固定。右手拿剪刀迅速將頭剪斷。給大鼠斷頭時，實驗者應戴上棉紗手套，用右手握住大鼠頭部，左手握住背部，露出頸部，助手用剪刀在鼠頸部將鼠頭剪掉。
（5）可將浸有乙醚或氯仿的棉球連同小動物一起密封於玻璃容器內麻醉。

⑻ 動物學實驗的實驗動物常見的處理方法

一、編號
實驗動物常需要標記以示區別。編號的方法很多，根據動物的種類數量和觀察時間長短等因素來選擇合適的標記方法。
(一)掛牌法：將號碼烙壓在圓形或方形金屬牌上(最好用鋁或不銹鋼的,它可長期使用不生銹),或將號碼按實驗分組編號烙在栓動物頸部的皮帶上，將此頸圈固定在動物頸部。該法適用於狗等大型動物。
(二)打號法：用刺數鉗(又稱耳號鉗)將號碼打在動物耳朵上。打號前用蘸有酒精的棉球擦凈耳朵，用耳號鉗刺上號碼，然後在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。該法適用於耳朵比較大的兔、狗等動物。
(三)針刺法：用七號或八號針頭蘸取少量碳素墨水，在耳部、前後肢以及尾部等處刺入皮下，在受刺部位留有一黑色標記。該法適用於大小鼠、豚鼠等。在實驗動物數量少的情況下，也可用於兔、狗等動物。
(四)化學葯品塗染動物被毛法：經常應用的塗染化學葯品有
塗染紅色：0.5%中性紅或品紅溶液
塗染黃色：3-5%苦味酸溶液
塗染黑色：煤焦油的酒精溶液
根據實驗分組編號的需要，可用一種化學葯品塗染實驗動物動物背部被毛就可以。如果實驗動物數量較多，則可以選擇兩種染料。該方法對於實驗周期短的實驗動物較合適，時間長了染料易退掉；對於哺乳期的子畜也不適合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：該法適用於大、中型動物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在動物一側或背部剪出號碼，此法編號清楚可靠，但只適於短期觀察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔機在兔耳一定位置打一小孔來表示一定的號碼。如用剪子剪缺口,應在剪後用滑石粉捻一下,以免癒合後看不出來。該法可以編至1～ 9999號，此種方法常在飼養大量動物時作為終身號採用。
二、分組
(一)分組的原則：進行動物實驗時，經常需要將選擇好的實驗動物按研究的需要分成若干組。動物分組應按隨機分配的原則，使每隻動物都有同等機會被分配到各個實驗組與對照組中去，以避免各組之間的差別,影響實驗結果，特別是進行准確的統計檢驗,必須在隨機分組的基礎上進行。
每組動物數量應按實驗周期長短、實驗類型及統計學要求而定。如果是慢性實驗或需要定期處死動物進行檢驗的實驗，就要求選較多的動物，以補足動物自然死亡和認為處死所喪失的數量，確保實驗結束時有合乎統計學要求的動物數量存在。
(二)建立對照組：分組時應建立對照組。1.自身對照組：是指實驗數據而言。實驗動物本身在實驗處理前、後兩個階段的各項相關數據就分別是對照組和實驗組的實驗結果，此法可排除生物間的個體差異。2.平行對照組：有正對照組和負對照組兩種。給實驗組動物某種處理，而給正對照組用同樣方法進行處理，但並不採用實驗所要求的葯物或手段，負對照組則不給任何處理。3.具體分組時，應避免人為因素, 隨機把所有的動物進行編號，然後令其雙數為A組(實驗組),單數為B組(對照組)即可或反之。如果要分若干個組時，應該用隨機數字表示進行完全隨機分組。 一、實驗動物的除毛
在動物實驗中，被毛有時會影響實驗操作與觀察，因此必須除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脫毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是將動物固定後，先用蘸有水的紗布把被毛浸濕，再用剪毛剪刀緊貼皮膚剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮膚。剪下的毛應集中放在一容器內，防止到處飛揚。給狗、羊等動物采血或新生乳牛放血制備血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳緣靜脈注射或尾靜脈注射時常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去動物被毛的方法。如動物被毛較長，先要用剪刀將其剪短，再用刷子蘸溫肥皂水將剃毛部位浸透，然後再用剃毛刀除毛。本法適用於暴露外科手術區。
(四)脫毛法：脫毛法是用化學葯品脫去動物被毛的方法。首先將被毛剪短，然後用棉球蘸取脫毛劑，在所需部位塗一薄層，2～3分鍾後用溫水洗去脫落的被毛，用紗布擦乾，再塗一層油脂即可。
適用於狗等大動物的脫毛劑配方為：硫化鈉10g，生石灰15g，溶於100ml水中。
適用於兔、鼠等動物的脫毛劑的配方為：1. 硫化鈉3g,肥皂粉1g,澱粉7g,加適量水調成糊狀；2. 硫化鈉8g,澱粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化鈉8g溶於100ml水中。
二、實驗動物的給葯
在動物實驗中，為了觀察葯物對機體功能、代謝及形態引起的變化，常需要將葯物注入動物體內。給葯的途徑和方法多種多樣，可根據實驗目的、實驗動物種類和葯物劑型、劑量等情況確定。
(一)注射給葯法
1. 皮下注射注射時用左手拇指及食指輕輕捏起皮膚，右手持注射器將針頭刺入,固定後即可進行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或側下腹部；豚鼠在後大腿內側、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外側注射，拔針時，輕按針孔片刻，防葯液逸出。
2. 皮內注射此法用於觀察皮膚血管的通透性變化或觀察皮內反應。 如將一定量的放射性同位素溶液、顏料或致炎物質、葯物等注入皮內，觀察其消失速度和局部血液循環變化，作為皮膚血管通透性觀察指標之一。方法是：將動物注射部位的毛剪去，消毒後，用皮試針頭緊貼皮膚皮層刺入皮內，然後使針頭向上挑起並再稍刺入，即可注射葯液。注射後可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射當給動物注射不溶於水而混懸於油或其他溶劑中的葯物時,常採用肌肉注射。肌肉注射一般選用肌肉發達、無大血管經過的部位，多選臀部。注射時針頭要垂直快速刺入肌肉，如無回血現象即可注射。給大、小鼠作肌肉注射時，選大腿外側肌肉進行注射。
4. 腹腔注射先將動物固定,腹部用酒精棉球擦試消毒，然後在左或右側腹部將針頭刺入皮下，沿皮下向前推進約0.5厘米，再使針頭與皮膚呈45 度角方向穿過腹肌刺入腹腔，此時有落空感，回抽無腸液、尿液後，緩緩推入葯液。此法大小鼠用的較多。
5. 靜脈注射是將葯液直接注射於靜脈管內，使其隨著血液分布全身,迅速奏效。但排泄較快，作用時間較短。
6. 淋巴囊注射蛙類常採用此法,其皮下有數個淋巴囊，注入葯物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭部淋巴囊常作為蛙類給葯途徑。一般多選用腹部淋巴囊給葯。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經大腿肌層入腹壁肌層，再進入腹壁皮下，即進入淋巴囊，然後注入葯液。
(二)經口給葯法
1. 口服法：把葯物放入飼料或溶於飲水中讓動物自動攝取。此法優點在於簡單方便，缺點是不能保證劑量准確。一般適用於對動物疾病的防治或某些葯物的毒性實驗，製造某些與食物有關的人類疾病動物模型。
2. 灌胃法：在急性實驗中,多採用灌胃法。此法劑量准確。灌胃法是用灌胃器將所應投給動物的葯灌到動物胃內。灌胃器由注射器和特殊的灌胃針構成。小鼠的灌胃針長約4～5cm，直徑為1mm，大鼠的灌胃針長約6～8cm，直徑約1.2mm。灌胃針的尖端焊有一小圓金屬球，金屬球為中空的。焊金屬球的目的是防止針頭刺入氣管或損傷消化道。針頭金屬球端彎曲成20°左右的角度，以適應口腔、食道的生理彎曲度走向。
(三)其它途徑給葯方法
1. 呼吸道給葯：呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等狀態的葯物或毒氣,均需要通過動物呼吸道給葯。如實驗時給動物乙醚作吸入麻醉、用鋸末煙霧製作慢性氣管炎動物模型等，特別在毒理學實驗中應用更為廣泛。
2. 皮膚給葯：為了鑒定葯物或毒物經皮膚的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需採用經皮膚給葯方法。如兔和豚鼠常採用背部一定面積的皮膚脫毛後，將一定的葯液塗在皮膚上，葯液經皮膚吸收。
3. 脊髓腔內給葯：此法主要用於錐管麻醉或抽取腦脊液。
4. 腦內給葯：此法常用於微生物學動物實驗,將病原體等接種於被檢動物腦內，然後觀察接種後的各種變化。
5. 直腸內給葯：此種方法常用於動物麻醉。兔直腸內給葯時,常採用灌腸的膠皮管或用14號導尿管代替。
6. 關節腔內給葯：此法常用於關節炎的動物模型復制。

⑼ 處死小鼠都有哪些方法

很多方法
主要看實驗目的
常用的是注射及敲擊