㈠ 動物細胞培養可利用顯微鏡直接計數或稀釋塗布平板法。怎麼錯了，正確的應是什麼計數方法都有哪些
動物細胞培養採用的計數方法：
1、血球計數板計數
2、自動細胞計數器計數
3、結晶紫染色細胞核計數法
4、MTT染色計數
㈡ 小白鼠采血三種方法的優缺點，謝謝！
1.采血部位：眼眶采血
采血方法：將鼠固定在實驗台邊緣，左手抓緊鼠頸部皮膚固定頭部，並輕輕向下壓迫頸兩側，使眼球充血。用事先准備好的10號金屬針頭頂端(針尖斜面朝內)垂直插入內眥並向眼底方向轉動以便切開靜脈叢，血液便會連續不斷地滴入采血管。用此法大約可取3~5mL血液。取血完畢，立刻用脫脂棉壓迫止血。
優點：眼眶後靜脈叢采血法方法簡單，便於掌握。血流較快，采血量多，能在較短時間內採到3~5mL血。傷口較小，癒合較快。成功率高，死亡率低。
缺點：不能避免組織液的混入，對於血樣要求較高的研究應謹慎使用。另外，多次使用易引起大鼠的感染。對後續試驗結果存在一定影響。
2.摘眼采血：鼠可以眼球取血，需要多多練習。一般來說，可以三人配合取血。取血前不需麻醉，用眼科剪剪掉大鼠的胡須（胡須過長，血液滴下的時候容易沾在胡須上，既浪費，又造成溶血，故應剪掉）。
所需器械：眼科小剪、眼科彎鑷、止血鉗。
一人抓大鼠並用眼科彎鑷摘眼球，一人用止血鉗夾住大鼠的嘴部以固定大鼠頭部，另一個人拿試管接血。
大鼠在掙扎過程中，很容易導致血液丟失，因此固定頭部很重要，否則只有眼看著血液亂飛，卻不入試管。摘眼球也需要技巧，否則眼球摘下來了，而血液卻不流出來，應多多練習
優缺點不太清楚啊，只知道我一個學長摘眼球的時候被咬了一口，挺殘忍的
3.采血部位：心臟取血（其實這個一般用在家兔）
采血方法：將實驗動物做仰卧有助手固定，術者在其左前肢腋下處剪毛及消毒。在胸部心臟跳動最明顯處，用一寸長的12好針頭直刺心臟，感到以針頭跳動或有血液內流動時。即可抽血。一次可采血15-20ml
優點：抽血快，血液不易凝集，心區面積大, 進針准確性較高, 易一針見血, 且采血量能滿足大量試驗需要
缺點：心臟損傷較大，難以迅速癒合，不利於短期連續采血。
3『.采血部位：心臟采血（剪開皮膚）
采血方法：從胸部正中剪開皮膚2.0~2.5cm。暴露肋骨和肌肉。左手拇指和食指從胸廓兩則擠壓，以確定心臟的位置，此時可觸摸到心尖的搏動。然後拇指松開，右手持注射器（7號針頭），在胸骨左側（對操作者來說是右側），離胸骨0.5cm的第三肋和第四肋之間進針，並使針頭與肋骨側成90°左右的夾角。進針的深度為2cm左右（根據動物大小而定）。進針時用左手拇指和食指夾住心臟博動的位置，使之固定，進針要快。若針頭進入心室，由於壓力的原因血液會自動進入針管，抽起來很容易。若進針過深，就一邊回退一邊抽。若進針過淺，可感覺到針頭隨心臟的博動而搖動，這時可再進深一些。
優點：采血量大，樣本質量可靠。
缺點 ：不能保證完全是動脈血，因進針的方向或操作問題亦可采出靜脈血。另外，應用本采血方法後，有部分鼠可造成死亡，因此不適合對動靜脈血有嚴格要求的實驗研究，亦不適用於試驗中間過程的采樣。
㈢ 小鼠取血的方法有哪幾種
主要有三類方法：
1
、少量取血：鼠尾采血法
——
固定動物並露出鼠尾，將尾部侵入
45-50
度溫水中數分鍾，
使靜脈充血，擦乾，再用酒精棉球擦拭消毒。剪掉尾尖約
0.2-0.3cm
。拭去第一滴血。然後
用毛細管定量吸取尾血。采血完畢用棉球壓迫止血
2
、中等量取血：眼眶靜脈叢采血
——
左手拇指及食指緊緊握住小鼠頸部，壓迫頸部兩側使
眶後靜脈叢充血，
但用力要恰當，
防止動物窒息死亡。
右手持玻璃毛細管從右眼或左眼內眥
部以
45
度角刺入，刺入深度為
2-3mm
。若遇阻力稍後調整角度後再刺入，如穿刺恰當，血
液能自然流入毛細管內。得到血厚，即除去頸部壓力，拔出毛細管，用干棉球壓迫止血
3
、大量采血：斷頭采血
——
用於動物實驗結束後。左手握住小鼠，右手持剪刀，快速剪掉
頭頸部，倒立動物讓血液滴入容器。注意防止斷毛落入
㈣ 對實驗動物采血的要求
1.小鼠和大鼠采血
（1）眼眶取血：將小鼠抓牢固定，用拇指和食指將眼部皮膚扒開，使眼球充分突出，眼窩內眥處為眼靜脈竇。將毛細管由此刺入，捻轉，輕輕外提，使血液充滿毛細管，采血後用一塊干紗布將眼合上數分鍾以止血。小鼠每次采血0.2～0.3mL，大鼠為0.5～1.0mL。
（2）剪尾采血：固定動物，將尾尖剪掉1～2mm（小鼠）或5～10mm（大鼠），然後自尾根部向尖部按摩，血即自尾尖流出。如需較多血也可先將尾浸於近50℃的熱水中，再剪去尾尖。采血後用膠布包紮尾尖進行壓迫止血。由於鼠血凝集快，需要全血應事先置抗凝劑於采血管中，如用血球懸液，應立即與生理鹽水混合。小鼠可取血0.1mL，大鼠可取0.3～0.5mL。
（3）斷頭取血：斷頭時，左手抓鼠，右手持剪刀於頸部迅速剪掉鼠頭，立即將鼠頸向下，血液即可流入已准備好的容器中
（4）腹主動脈采血：將動物麻醉，仰卧固定，從腹中線切開皮膚，暴露腹主動脈，用注射器抽取血液。
（5）股動（靜）脈采血：將動物麻醉固定後，進行一側腹股溝動、靜脈分離手術，血管下方分別穿一根絲線，左手提起血管，右手持注射器將針平行刺入血管內取血。
（6）心臟采血：動物麻醉後，仰卧固定於鼠板上，在左胸側第三、四肋間，用左手食指觸摸到心搏動處，右手持注射器垂直刺入心臟，抽取所需血量。小鼠取0.5～0.6mL，大鼠取0.8～1.2mL。
2.家兔采血
（1）耳中央動脈采血：將兔固定後，在兔耳中央有一條粗而鮮艷的中央動脈。左手固定兔耳，右手持注射器，在中央動脈末端向心方向刺入動脈，慢慢回抽針芯，動脈血立即進入針筒，一次可取血15 mL。
（2）耳緣靜脈采血：拔去耳緣部被毛，用燈泡照射加熱耳朵或以75%酒精塗擦局部，使靜脈擴張，再用石蠟油塗擦耳緣，防止血液凝固。耳受熱後用小血管夾夾緊耳根部，用粗號針頭逆靜脈迴流方向刺破靜脈或用刀片切開靜脈，血液可自動流出，一般可采血2～3mL。取血後棉球壓迫止血。
（3）心臟采血：操作同鼠類。兔一次最多采血25mL。
（4）股靜脈、頸靜脈采血：做股靜脈、頸靜脈分離術，然後采血。
㈤ 血細胞計數法顯微計數法稀釋塗布平板法適應哪些生生物
您好：（1）血球計數法：醫學上常用來計數紅細胞，白細胞等而得名，也常用於計算一些細菌，真菌，酵母等微生物的數量。血球計數板是一種常用的細胞計數工具。顯微鏡計數法即血球計數法
（2）稀釋塗布平板法：微生物學實驗中的一種操作方法。
由於將含菌材料現加到還較燙的培養基中再倒平板易造成某些熱敏感菌的死亡，而且採用稀釋倒平台法也會使一些嚴格好氧菌因被固定在瓊脂中間缺乏氧氣而影響其生長，因此在微生物學研究中更常用的純種分離方法是塗布平板法。
如果對您有幫助，麻煩點下採納，謝謝鼓勵~
㈥ 動物抽血抽什麼部位
大型動物，如牛馬可以抽頸下靜脈血，雞鴨可以抽翅膀下血管
㈦ 怎樣給病犬作紅細胞計數
紅細胞計數是指計算每立方毫米血液內所含紅細胞的數目。臨床上在診斷犬有無貧血或對貧血進行形態學分類時，常需作紅細胞計數。
計算紅細胞的方法主要有顯微鏡計數法、光電比濁法和電子計數儀計數法等，但目前較常用的則是顯微鏡計數法。
顯微鏡計數法的主要器械為血細胞計算器。它由1塊計數板和兩個血液稀管所組成（亦用於白細胞計數）。計數板被雙線分為9個大方格，每大方格長和寬均為1毫米，深為1/10毫米，其容積為0.1立方毫米。四角的4個大方格又分別劃為16個中方格，供白細胞計數用；中央的1個大方格又縱橫用雙線劃分為25個中方格，每個中方格再分為16個小方格，共計400個小方格，供紅細胞計數用。血液稀釋管兩端細，中間有1個壺腹，壺腹內有1小玻璃珠，供混合液用。稀釋管一端刻有0.5和1，為吸血管的兩個標記。壺腹上端刻有11的是計算白血細胞數用，刻有101的是計算紅細胞數用。末端連接膠皮管，以便吸取血液。
紅細胞計數的操作方法是先將1蓋玻片緊密蓋在干凈的計數池上（傾倒計數板時，蓋玻片不致滑落為度）。然後把計數板置於顯微鏡的載物台上，在低倍鏡下找到計數池備用。接著用紅細胞稀釋管吸取血液至0.5處，用紗布拭凈管外的血液，然後吸稀釋液（常用的稀釋液為0.85%生理鹽水）至刻度101處，則血液為200倍稀釋，並以拇指和中指堵住稀釋管的兩端，將稀釋管上的橡皮管夾於中指與無名指之間，水平搖動10餘次，以便充分混合。血液混合好之後，先吹出2～3滴，再迅速把稀釋管的尖端靠近蓋玻片的邊緣，滴1小滴，則液體在蓋玻片下迅速擴散，充滿計數池，靜置2～3分鍾後，待紅細胞在計數池內全部下沉後開始計數。計數紅細胞用高倍鏡，一般計數5個中方格內的紅細胞數。通常數計數池的四角的4個，中央的1個共5個中方格內的紅細胞數。紅細胞在高倍鏡下呈圓形，淡黃色，發亮。計數時，要按一定的順序進行，以免數重或漏計。對壓在線上的紅細胞，一般數左不數右，數上不數下，以免重復數。計數時須注意，任何兩個中方格內的紅細胞數，相差不能超過20個，超過了就是紅細胞在計數池內分布不均，必須重做。最後，將5個中方格內的紅細胞總數乘以10000，即為每立方毫米血液內的紅細胞數。健康犬紅細胞數平均值為970萬/立方毫米。
計數紅細胞，有助於一些疾病的確診。當相對紅細胞增多時，則由血漿減少、血液濃縮所引起，常見於重劇腹瀉、嘔吐、飲水不足或脫水等；而絕對紅細胞增多則是紅細胞增生活躍的結果，常見於缺氧、充血性心力衰竭、慢性肺氣腫和肺腫瘤等。紅細胞減少見於各種貧血，根據其形態可了解貧血的種類，如紅細胞大小不均，且大紅細胞增多，可見於營養不良性貧血；而小紅細胞特別多時，則多為缺鐵性貧血；若紅細胞形態不整，呈梨形、星狀等，多見於重症貧血；呈串錢狀，則見於炎症和一些腫瘤性疾病。
㈧ 血細胞怎麼做計數實驗
實驗
目的原理 了解血細胞計數的原理並掌握紅細胞、白細胞、血小板計數的方法，紅細胞計數結果結合血紅蛋白值還可以計算出紅細胞平均血紅蛋白量(MCH)可作為生理機能檢查和臨床診斷的指標。用相應的稀釋液將血液稀釋若干倍(另有抗凝、固定、著色作用)，置於計數室中，在顯微鏡下計數一定容積內的血細胞數。 稀釋血液有血細胞吸管法和試管法，本實驗採用後者。
實驗對象與用品 雞或家兔。血細胞計數板、專用蓋玻片、吸血管、顯微鏡、手撳計數機、血細胞稀釋液、拭鏡紙、毛筆。
方法步驟
(一)熟悉計數室
血細胞計數板系一長方形厚玻片，常用的改良牛氏(Improved-Neubauer) 計數板在中央橫溝的兩邊各有一計數室，兩計數室結構完全相同。計數室較兩邊的蓋玻片支柱低0.1毫米。因此，放上蓋玻片時，計數板與其間距即計數室空間的高為0.1毫米(圖8-1)。在低倍顯微鏡下可見計數室被雙線劃分成９個邊長為１毫米的大方格。四角的大方格又各分為１６個中方格，這是用來計數白細胞的。中央大方格被劃分為２５個中方格，每一中方格又劃分成１６個小方格(圖8－2稱２５×１６，也有的計數板為１６×２５的，小方格面積一致)。中央大方格的四角及中心５個中方格(１６×２５者則為四角上的中方格)為紅細胞或血小板計數范圍。
(二)紅細胞計數
先用試管稀釋法制備禽類血細胞懸液：將禽類紅細胞稀釋液Ⅰ、Ⅱ分別置水浴鍋中預熱到４１～４２℃，取Ⅰ液１mL於試管中，用吸血管加入新鮮雞血(或肝素抗凝血)２０霯，再加入Ⅱ液１mL混勻，置該水浴鍋中保溫５０s左右，置室溫，即為待檢的血細胞懸液。可用於充液計數。取干潔的計數板，置於水平的顯微鏡載物台上，蓋上蓋玻片，使兩側各空出少許。搖勻血細胞懸液，用滴管吸取，將滴管尖輕輕置於蓋玻片邊緣外，讓滴出的血細胞懸液憑毛細管作用吸入計數室內，剛好充滿計數室為宜(圖8－3)。靜置２min後計數，先用低倍鏡觀察，不均勻則拋棄。計數時用虹彩、集光器、反光鏡等調節入射光角度和強度，認清 計數室位置。採用「由上至下，由左至右，順序如弓」的順序，對壓邊線細胞採取「數上不數下，數左不數右」的原則(圖8～4)。依次計數並記錄５個中方格中分別有多少個紅細胞。
(三)血小板計數
採取血液並立即與抗凝劑混合(由於血小板具有趨向於凝集和粘附於異物表面的特性)。以血小板稀釋液(１０％EDTANa2 １０mL與０.８％NaCl９０mL組成)將血液稀釋２００倍，混勻後滴入血細胞計數室內，靜置１５min，待血小板下沉後。於高倍鏡下計數(同紅細胞 計數)。在高倍鏡下血小板呈橢圓形、圓形或不規則的折光小體分布於紅細胞間，注意與雜質相區別。也可用復方尿素稀釋液稀釋血液，應靜置２０min以上，待紅細胞充分溶解後再充液計數。
(四)計算
按計數室構造及血液稀釋倍數,將血細胞計數結果換算成每立方毫米中血細胞的個數。以每１００mL血液中的血紅蛋白量（g）乘以１０再除以紅細胞數（106/mm3）得紅細胞平均血紅蛋白量（MCN，單位μμg）。
(五)儀器洗滌
計數板、蓋玻片和測定管用清水沖洗，再用綢布或細布沾干。
要求與思考題
１.計算結果，報告中簡要說明計算過程。求出本組同學測定的均值並評價之。
２.了解各類稀釋液成分，分析各物質的作用。
注意事項
１.充液前應充分混勻血細胞懸液，充液要連續、適量，充液後應待血細胞下沉後再計
數。
２.計數板、蓋玻片、吸血管及測定管等用過後必須立即按要求洗滌干凈。
組織建議 將相同類型的計數板集中在一個組內，便於指導。本實驗屬於基本操作，各位朋友均應獨立操作得出結果。
附註：
1.本法可同時計數禽類白細胞數，計算方法也類似。
2.禽類血細胞稀釋液為：
Ⅰ液
中性紅 25.0mg
NaCl 0.9g
加蒸餾水至100.0mL
Ⅱ液
結晶紫 12.0mg
檸檬酸鈉 3.8g
福爾馬林 0.8mL
加蒸餾水至100.0mL
3.哺乳類紅細胞稀釋液可用生理鹽水或阿揚(Hayem)氏液(NaCl 1g，Na2SO4·10H2O 5g，HgCl2 0.5，加蒸餾水至200mL過濾)。白細胞稀釋液成分為冰醋酸0.1mL，1%龍膽紫1mL加蒸餾水至100mL，或直接用2%醋酸溶液。
4.血小板復方尿素稀釋液配方為：尿素10g，檸檬酸鈉0.5g，甲醛0.1mL，加蒸餾水到100mL，混合，待完全溶解後過濾。置冰箱內可保存1～2周。