A. 動物實驗常用動物及給葯方法有哪些
常用動物有小鼠，大鼠，兔，蟾蜍等。
主要給葯方法有餵食（將葯摻入水或食物中），靜脈注射，腹腔注射等。
B. 大鼠鼻腔給葯
灌胃很方便的，也安全。我們這兒經常一兩百隻老鼠連續兩個多月灌胃。
有一種微泵，如果經費充足的話，建議考慮
一、大鼠灌胃
大鼠灌胃是最常見的給葯方法之一。灌胃所用的針頭可以從市場上購買，操作方法和小鼠灌胃大同小異，只是由於大鼠體積較大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒狀態下進行的，不需要麻醉。大鼠的灌胃針長約6～8cm，直徑約1.2mm。
大鼠灌胃時，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相對，抓住大鼠頸部皮膚，使大鼠的頭部和頸部及軀干呈一直線，不需要固定大鼠的尾巴，就可以實施灌胃操作了，其餘的操作均和小鼠一樣。
大鼠一般灌胃量為1ml/100g體重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。大鼠的灌胃給葯體積一般為5～10ml/kg。但是葯物的濃度是需要自己按照動物實驗方法學的方法進行換算：200g大鼠對應70kg人的折算系數為0.018。
二、大鼠腹腔注射
腹腔注射是常見的給葯方式，尤其是在麻醉時。常見的麻醉方法均是麻醉葯物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7號針頭。
2.腹腔注射時右手持注射器，左手的小指和無名指抓住大鼠的尾巴，另外三個手指抓住大鼠的頸部，使大鼠的頭部向下。這樣腹腔中的器官就會自然倒向胸部，防止注射器刺入時損傷大腸、小腸等器官。進針的動作要輕柔，防止刺傷腹部器官。
3.尤其是對於體重較小的大鼠，腹腔注射時針頭可以在腹部皮下穿行一小段距離，最好是從腹部一側進針，穿過腹中線後在腹部的另一側進入腹腔，注射完葯物後，緩緩拔出針頭，並輕微旋轉針頭，防止漏液。
4.大鼠腹腔注射的給葯容積一般為5～10ml/kg。
三、大鼠尾靜脈注射
這也是常見的操作，稍微有點難度，沒有指導的話，一開始可能會感覺有點手足無措。但是可以肯定的說，只要掌握了方法，大鼠的尾靜脈注射還是很容易的。總的來說，大小鼠的尾靜脈注射難度相當，熟練後，大鼠應該比小鼠注射更容易，因為大鼠的尾巴較粗，而且血管也較粗，進針的手感比較好找。但是大鼠年齡增大後，尾部鱗片也較厚，此時尾靜脈注射難度會加大，進針點宜選擇兩個鱗片的間隙，以利於針尖順利刺入。
操作步驟：
1. 首先要固定大鼠，最簡單的固定方法就是把大鼠麻醉，然後大鼠躺在那裡不動，就可以順利操作了。但是我們往往需要多次給葯，就是單次給葯的話，每隻都麻醉的話，也很麻煩，而且還要考慮麻醉對實驗結果和動物的影響，因此，有必要找另外的方法固定了。
再有的固定方法就和小鼠類似，做一個圓筒，最好是金屬做的，（可以在當地的鐵匠鋪，或者買白鐵鋪裡面定做）首先是金屬比較結實，而且可以用來固定在鐵架台上，方便操作。圓筒的一段有個蓋子可以拿下來，蓋子中間有個小孔，可以讓大鼠的尾巴伸出來（中間的小孔可以用膠布纏一下，防止銳利的邊緣割傷大鼠尾巴）。另外一段可以用金屬網的結構，網的形狀可以做成子彈頭的頭端形狀。網狀結構可以讓光線透近來，方便大鼠鑽進圓筒裡面。圓筒的長度約15～20cm，直徑約5～8cm，可以做個系列長度和直徑的圓筒，適合不同大小的大鼠。操作的時候，可以把圓筒固定在鐵架台上面，有鐵絲網的一面稍微向上，拔下另外一頭的蓋子，抓住大鼠的尾巴，懸空大鼠，讓大鼠的頭部靠近圓筒，稍微引導一下，大鼠就會鑽進圓筒，將大鼠的尾巴穿過蓋子中間的小孔，蓋上蓋子，向外拉直大鼠尾巴，就可以進行下一步操作了。
也有直接利用大鼠籠蓋的鐵絲網固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所為，總共只需要一次到兩次的靜脈注射時可以試用，不推薦使用。
2.固定好大鼠後就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除針頭，接上5.5號的頭皮針，用頭皮針穿刺，個人感覺比較方便，而且便於固定針頭。
3.注射前首先要讓大鼠的血管充盈。可以採用75%的酒精棉球擦拭的方法或者採用溫水浸泡的方法，（一般水浴溫度45度左右），大概2分鍾就可以讓尾部左右二側靜脈充分擴張，用電吹風的熱風吹大鼠尾部，這種使靜脈擴張的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄傷動物。若大鼠的血管很不清楚，推薦採用溫水浸泡的方法，水溫以不燙手為宜。溫水浸泡2～3分鍾後，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一會兒，待血管充盈後，酒精棉球擦拭後就可以進針了。若血管還不充盈，可以反復用溫水浸泡，切不可冒險注射，除非你手法很熟練，另當別論。
4.大鼠尾部共有四條血管，一般認為左右的兩條靜脈比較容易注射，多採用這兩條靜脈進針。一般要求進針部位靠近大鼠的尾端，這樣若注射失敗的話，還可以再向上選擇進針點。但是進針部位也不可以太靠下，因為越往下，靜脈越細，操作越難，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比較好。
5.最關鍵的就是進針了。進針時操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，讓大鼠的尾巴在經過拇指後向下彎曲，進針點靠近拇指指甲。針頭和血管呈約30°角，針尖斜面朝上，輕輕挑刺入皮膚後針頭立即和血管平行，一般情況下一次就可以進入血管，可以將針頭刺入血管一大半，輕輕回抽針栓，看見有明顯的回血，就可以推注葯液了，正常情況下，推注的過程應該沒有明顯阻力，血管也不會鼓起。推液時動作宜輕柔，若發現血管鼓起，那是針頭沒有刺入血管，需立即拔出針頭，重新注射。（正常情況下，均可以看見回血，若沒有回血，9成是沒有進入血管，不要推葯，拔出針頭，重新穿刺，以防推注葯液導致大鼠尾巴皮下水腫，加大穿刺的難度，若是帶有顏色的液體，如伊文斯蘭，就更要注意）
6.注射結束後，輕輕拔出針頭，可以用乾燥的棉球壓一下進針點，防止液體回漏。
四、大鼠舌靜脈注射
大鼠的舌靜脈給葯比較少見，因為他需要在麻醉狀態下方可以操作。不麻醉的情況下也不是不可以，但是若不麻醉的話，既不符合動物福利，也很容易失敗，而且操作人員也容易受傷。
一般在做垂體後葉素致大鼠心肌缺血的實驗中，垂體後葉素的靜脈注射採用舌靜脈注射。
1.舌靜脈注射一般採用1ml注射器，配4號針頭。
2.大鼠麻醉後，仰卧位固定在鼠板上，牙齒也固定好。右手持眼科鑷，輕輕拉出大鼠舌頭，左手拇指和食指輕輕捏住舌尖，可見大鼠舌頭兩側均有一條很清楚的靜脈，一般右側的比較順手（我是右撇子），左手稍微綳緊大鼠舌頭，不要綳的太緊，這樣靜脈會看的不清楚，以能拉直大鼠舌頭，且能清楚看見血管為宜。
3.右手持注射器，針尖斜面朝上，和舌頭血管呈15°角，挑刺入血管。（舌靜脈非常淺，針尖挑刺舌麵皮膚後就進入血管了），輕輕推注葯液，若發現舌頭有鼓起，則是注射失敗。這樣注射點很容易出很多學，形成血腫，這側靜脈想再次注射就很困難了，那麼最好就選用另外一側靜脈了。
4.舌靜脈血流很豐富，拔針時一定要用干棉球壓迫注射點，幫助止血。
5.正常的舌靜脈注射不影響大鼠的進食。
五、大鼠經皮膚給葯
首先需要脫毛可以配製8%的硫化鈉溶液，也可以自配脫毛劑，配方：硫化鈉：肥皂粉：澱粉為3：1：7，加水混合成糊狀軟膏。用棉簽將脫毛劑塗在要脫毛的部位，觀察看見區域內鼠毛發粘用干凈棉簽沾潔凈的水將脫毛部位清洗干凈，大鼠一般用腹部皮膚，小鼠可用背部皮膚。
六、大鼠鞘內給葯
鞘內給葯有兩種方式：一是急性給葯，二是長期慢性給葯。慢性給葯，具體的說應該是在暴露出寰枕膜後將PE10管插入蛛網膜下隙，至有清亮腦脊液反流後可確定位置正確，然後將PE10管插入7.5cm達腰膨大水平，固定並縫合即可。注射反意寡核苷酸，所以直接在L4～5椎間隙進針就可以對於長期給葯宜選慢性套管給葯，選做好插入深度標記的PE-10導管，根據動物大小和所需埋置的脊髓節段，決定好插入深度，一般270～320g的大白鼠腰骶部約7.5cm，胸段約5～5.5cm。給葯：將4號注射針頭鋸斷，並磨尖，插在PE-10導管上，導管另一端接在另一接又注射器的4號針頭上，給葯時只需將鋼管另一端與動物身上埋植好的PE-10導管相接即可。
七、大鼠陰道給葯
大鼠陰道給葯方法類似於小鼠，而且大鼠的生殖道比小鼠要長一些，會比小鼠操作相對容易一些。小鼠陰道內感染，是往小鼠陰道內注射感染菌液，開始感染時採用的是用小兒科的頭皮針改做的軟管向小鼠生殖道內注射，但因為小鼠生殖道很淺，而且軟管本身佔有小鼠生殖道的一部分體積，導致主入的菌液易漏，後來嘗試用50ul的加樣器每次取20ul，採取多次注射的辦法。
做此類實驗主要是注意感染的葯物或液體不要漏出來，可以採取多次注射的辦法。
八、大鼠鼻腔給葯
1.有滴鼻和噴霧兩種常見方式
噴霧其實就是霧化吸入。
滴鼻給葯沒有辦法達到霧化吸入的效果。
霧化吸入需要有霧化設備，一般醫院的都有，但是醫院的如果借不出來，自己家裡的加濕器也可以湊合。
霧化給葯的時候，要把大鼠放在一個相對比較密閉的的容器中（當然要有透氣孔），讓大鼠盡可能多地接觸葯物，但是好象沒有專門的這種容器，一般都是自製的，材料最好是有機玻璃。如果需要一隻一隻給葯的話，那麼大鼠固定器也可以著用。
霧化的時間如果沒有特殊要求，一般來說是半個小時。
從葯物進入體內分布的部位來看，滴鼻應該作用於局部為主，而噴霧/霧化吸入等給葯方式可使葯物進入氣管，肺等部位，吸收情況應該有比較大的不同。
2.鼻內接種
動物先進行麻醉後，以左手食指和拇指抓住動物雙耳部，翻轉動物身體置於左手掌內，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，將接種葯物，逐滴滴入動物鼻內。接種量不宜過多：大鼠為0.05～0.1ml（小鼠為0.03～0.05ml；豚鼠與兔可為2ml）。
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