『壹』 PCR檢查怎麼做
基因擴增儀（簡稱PCR）廣泛應用於DNA/mRNA及SNP檢測。如傳染病學診斷：病毒、細菌、支原體、衣原體等病原體檢測及優生優育檢測，如各型肝炎病毒、結核桿菌、STD性傳播疾病病原體、寄生蟲等。
『貳』 RT-PCR檢測方法的具體步驟
RT-PCR檢測方法的具體步驟如下：
（一）RNA提取
1、根據標本數量分裝RLT液：從Kit中取出RLT液，用1.5mL離心管分裝，每管500μL（在體系配製區操作）。
2、在生物安全櫃內將采樣液（鼻拭子、咽拭子、胸水等）或病毒培養物（雞胚尿囊液或細胞培養液）取100μL加入RLT液管中，充分混勻。 3、每管分別加入5μL β-巰基乙醇，混勻後依次加入600μL 70%的乙醇，充分混勻。
4、從Kit中取出帶濾柱的2mL收集管，打開包裝將其做好標記。取步驟（3）中的混合液600μL加入濾柱中，12000rpm，離心15s，棄收集管中的離心液。
5、濾柱仍放回收集管上，將步驟（3）剩餘的混合液全部吸入濾柱中，12000rpm，離心15s，棄離心液。
6、於濾柱中加入700μL Wash Buffer RW1液，12000rpm，離心15s。
7、從QIAGEN RNeasy Mini Kit中取一支幹凈的2mL收集管，將離心後的濾柱移到新的收集管上，於濾柱中加入500μL Wash Buffer RPE液，12000rpm，離心15s。
8、棄收集管中的離心液，再於濾柱中加入500μL Wash Buffer RPE液，13000~14000rpm，離心2min。
9、將濾柱移到一個干凈的1.5mL eppendorf管上，向濾柱中加入30~50μL的Rnase-free Water，室溫靜置1~3min。
10、12000rpm，離心1min，收集離心液即為提取的病毒RNA，立即做實驗或-20℃以下保存。
注意：Buffer RPE使用之間加44mL無水乙醇。
（二）反應體系配製
1、實驗設計： 檢測標本RNA
陰性對照：無菌水（標本RNA提取時，跟標本同時提取無菌水。） 陽性對照：已知病毒RNA
2、PCR反應體系配製（在體系配製區配反應液） 1）按下表加入試劑： PCR反應體系
對每一個建立的反應確定反應數（n=擬進行的PCR管數，包括陰性，陽性對）。考慮到陰性無模板對照，陽性對照，誤差，制備過量的反應混合物是必要的。具體如下：
（1）如果包括對照，樣品的數量（n）為1到14，那麼N=n+1；
（2）如果包括對照，樣品的數量（n）大於15，那麼N=n+2。
2）將上述反應液混勻，分裝到0.2mL PCR小管中，每管20μL，分別做好標記。
3）加RNA模板（在核酸提取區）
將上述分裝好的PCR小管分別加入模板。首先加入陰性對照管（5μL無菌水），然後分別加標本RNA（每管5μL），最後加入陽性對照RNA（每管5μL）。
3、RT-PCR反應
將上述加好模板的反應管混勻，短暫離心後放入PCR儀進行RT-PCR 擴增。
4、RT-PCR產物檢測
1）2.0％瓊脂糖凝膠制備：稱取2.0g Agarose，倒入耐熱玻璃瓶內，再加入電泳液（1×TBE）100mL，輕輕混勻後加熱，使Agarose完全熔化。待Agarose膠溫度降至50～60℃左右，加入核酸染料，輕輕混勻（不要產生氣泡）。待膠溫度降至50℃左右時，將其倒入制膠板，插好電泳梳子。待膠完全凝固（約30～60min）之後，將梳子拔出。
2）將制備好的電泳膠放入電泳槽（帶梳子孔的一端在陰極），倒入電泳液（1×TBE）浸過膠面即可。
3）PCR產物各取10μL，加入2μL上樣緩沖液（6×Loading Buffer），混勻後加入電泳膠孔內（先加Marker（DL－2000）5μL，然後依次加標本PCR產物，再加陰性對照，最後加陽性對照產物）。 4）電泳電壓100V，約30～40min後看結果。 5）將電泳膠放入凝膠成像系統觀察結果並照相。
5、結果判斷。
『叄』 什麼是pcr檢測
Please read this if you have a few minutes:
http://users.rcn.com/jkimball.ma.ultranet/BiologyPages/P/PCR.html
『肆』 PCR檢查是查什麼的
PCR是現在實驗室常用的技術手段之一。一般用於病原的檢測，分子機制中各基因的檢測以及遺傳相關的檢測。
感染性疾病
PCR在醫學檢驗學中最有價值的應用領域就是對感染性疾病的診斷。理論上，只要樣本有一個病原體存在，PCR就可以檢測到。一般實驗室也能檢出10~100基因拷貝，而目前病原體抗原檢測方法一般需要105-7個病原體才可檢測到。PCR對病原體的檢測解決了免疫學檢測的「窗口期」問題，可判斷疾病是否處於隱性或亞臨床狀態。
定量PCR研究資料已表明，病原體數量與感染性疾病病情的輕重程度、傳染性及治療效果均有相關性。許多研究表明，人類免疫缺陷病毒(HIV)感染後，潛伏期長短和臨床症狀輕重與血液中的病毒量顯著相關；也有研究表明，HIV病毒載量低於一定值時，沒有傳染性。
在乙型肝炎病毒、丙型肝炎病毒定量研究中發現，病毒的數量與某些葯物的療效相關。例如，干擾素治療對肝炎病毒高拷貝者不敏感，低拷貝者敏感；而有些葯物則具有顯著降低病毒高拷貝的作用。
腫瘤
癌基因的表達增加和突變，在許多腫瘤早期和良性的階段就可出現。PCR技術不但能有效的檢測基因的突變，而且能准確檢測癌基因的表達量，可據此進行腫瘤早期診斷、分型、分期和預後判斷。
幾乎所有慢性骨髓性白血病患者都可檢測到原癌基因易位導致的BCR/ABL融合基因形成，定量PCR技術可通過檢測BCR/ABL融合基因的表達確定微量殘余惡性細胞存在的數量，以此作為治療效果和估計復發的危險性的依據。
一些病毒致癌作用也與病毒載量有關，EB病毒載量的FQ-PCR檢測結果已被用於鼻咽癌早期發現和隨訪。
遺傳病
PCR技術首次臨床應用就是從檢測鐮狀細胞和β-地中海貧血的基因突變開始的。基因的突變和缺失均會引起各種珠蛋白的表達不平衡，用FQ-PCR檢測各種珠蛋白基因表達差異，是地中海貧血診斷的有效手段
『伍』 簡述PCR技術操作步驟
PCR即聚合酶鏈式反應（Polymerase chain reaction）的縮寫，它是體外酶促合成特異DNA片段的方法。這一方法的要點是合成兩個分別互補於待擴增DNA片段兩端的小片段引物，在含有引物、待擴增DNA模板核苷酸底物和DNA多聚酶的反應體系中DNA復制反復進行，在短時間內可以取得大量擴增產物。其原理是寡聚核苷酸鏈引物在DNA聚合酶的作用下沿模板延伸，合成兩個與靶DNA兩側序列互補的引物，在體外進行靶DNA的重復合成。
主要的技術步驟是：
（1）DNA變性 加熱使靶DNA序列雙鏈解離成單鏈DNA。
（2）引物與靶DNA退火 適當降低溫度，使兩個引物分別結合成靶DNA兩條的3′末端向5′末端延伸。
（3）引物延伸 在DNA聚合酶的催化下，引物沿著靶DNA3′末端向5′末端延伸。新合成的DNA鏈在變性解離後，又可作為模板與引物雜交，並且在DNA聚合酶的催化下，引導合成新的靶DNA鏈。如此反復進行以上3個步驟，即可使靶DNA片段指數性擴增。
『陸』 pcr檢查是什麼
聚合酶鏈式反應，簡稱PCR。其英文Polymease Chain Reaction(PCR)是體外酶促合成特異DNA片段的一種方法,由高溫變性、低溫退火及適溫延伸等幾步反應組成一個周期,循環進行,使目的DNA得以迅速擴增,具有特異性強、靈敏度高、操作簡便、省時等特點。它不僅可用於基因分離、克隆和核酸序列分析等基礎研究,還可用於疾病病的診斷或任何有 DNA,RNA的地方．聚合酶鏈式反應（Polymerase Chain Reaction，簡稱PCR）又稱無細胞分子克隆或特異性DNA序列體外引物定向酶促擴增技術。 由美國科學家PE（Perkin Elmer珀金-埃爾默）公司遺傳部的Dr. Mullis發明，由於PCRPCR技術在理論和應用上的跨時代意義，因此Mullis獲得了1993年諾貝爾化學獎。
DNA的半保留復制是生物進化和傳代的重要途徑。雙鏈DNA在多種酶的作用下可以變性解鏈成單鏈，在DNA聚合酶與啟動子的參與下，根據鹼基互補配對原則復製成同樣的兩分子挎貝。在實驗中發現，DNA在高溫時也可以發生變性解鏈，當溫度降低後又可以復性成為雙鏈。因此，通過溫度變化控制DNA的變性和復性，並設計引物做啟動子，加入DNA聚合酶、dNTP就可以完成特定基因的體外復制
簡略點，就是運用專門儀器，使用dNTPS、Mg2+、特異引物、DNA聚合酶以及緩沖體系，加入模板也就是DNA樣品進行體外擴增，結果進行電泳，如果能擴增出，並且擴增的產物大小與目的條帶一致，那說明引物與模板特異，檢測指標就是陽性。
『柒』 什麼是PCR檢測他的原理是什麼需要什麼材料
聚合酶鏈反應(Polymerase Chain Reaction ,PCR)是80年代中期發展起來的體外核酸擴增技術。它具有特異、敏感、產率高、快速、簡便、重復性好、易自動化等突出優點；能在一個試管內將所要研究 的目的基因或某一DNA片段於數小時內擴增至十萬乃至百萬倍,使肉眼能直接觀察和判斷；可從一根毛發、一滴血、甚至一個細胞中擴增出足量的DNA供分析研 究和檢測鑒定。過去幾天幾星期才能做到的事情，用PCR幾小時便可完成。PCR技術是生物醫學領域中的一項革命性創舉和里程碑。
PCR技術簡史
PCR的最早設想 核酸研究已有100多年的歷史，本世紀60年代末、70年代初人們致力於研究基因的體外分離技術，Korana於1971年最早提出核酸體外擴增的設想：「經過DNA變性，與合適的引物雜交，用DNA聚合酶延伸引物，並不斷重復該過程便可克隆tRNA基因」。
PCR的實現 1985年美國PE-Cetus公司人類遺傳研究室的Mullis等發明了具有劃時代意義的聚合酶鏈反應。其原理類似於DNA的體內復制，只是在試管中給 DNA的體外合成提供以致一種合適的條件---摸板DNA，寡核苷酸引物，DNA聚合酶，合適的緩沖體系，DNA變性、復性及延伸的溫度與時間。
PCR的改進與完善 Mullis最初使用的DNA聚合酶是大腸桿菌DNA聚合酶I的 Klenow片段，其缺點是：①Klenow酶不耐高溫，90℃會變性失活，每次循環都要重新加。②引物鏈延伸反應在37℃下進行，容易發生模板和引物之 間的鹼基錯配，其PCR產物特異性較差，合成的DNA片段不均一。此種以Klenow酶催化的PCR技術雖較傳統的基因擴增具備許多突出的優點，但由於 Klenow酶不耐熱，在DNA模板進行熱變性時，會導致此酶鈍化，每加入一次酶只能完成一個擴增反應周期，給PCR技術操作程序添了不少困難。這使得 PCR技術在一段時間內沒能引起生物醫學界的足夠重視。1988年初，Keohanog改用T4 DNA聚合酶進行PCR，其擴增的DNA片段很均一，真實性也較高，只有所期望的一種DNA片段。但每循環一次，仍需加入新酶。1988年Saiki 等從溫泉中分離的一株水生嗜熱桿菌(thermus aquaticus) 中提取到一種耐熱DNA聚合酶。此酶具有以下特點：①耐高溫，在70℃下反應2h後其殘留活性大於原來的90%，在93℃下反應2h後其殘留活性是原來的 60%，在95℃下反應2h後其殘留活性是原來的40%。②在熱變性時不會被鈍化，不必在每次擴增反應後再加新酶。③大大提高了擴增片段特異性和擴增效 率，增加了擴增長度(2.0Kb)。由於提高了擴增的特異性和效率，因而其靈敏性也大大提高。為與大腸桿菌多聚酶I Klenow片段區別，將此酶命名為Taq DNA多聚酶(Taq DNA Polymerase)。此酶的發現使PCR廣泛的被應用。
PCR技術基本原理
PCR技術的基本原理 類似於DNA的 天然復制過程，其特異性依賴於與靶序列兩端互補的寡核苷酸引物。PCR由變性--退火--延伸三個基本反應步驟構成：①模板DNA的變性：模板DNA經加 熱至93℃左右一定時間後，使模板DNA雙鏈或經PCR擴增形成的雙鏈DNA解離，使之成為單鏈，以便它與引物結合，為下輪反應作準備；②模板DNA與引 物的退火(復性)：模板DNA經加熱變性成單鏈後，溫度降至55℃左右，引物與模板DNA單鏈的互補序列配對結合；③引物的延伸：DNA模板--引物結合 物在TaqDNA聚合酶的作用下，以dNTP為反應原料，靶序列為模板，按鹼基配對與半保留復制原理，合成一條新的與模板DNA 鏈互補的半保留復制鏈重復循環變性--退火--延伸三過程，就可獲得更多的「半保留復制鏈」，而且這種新鏈又可成為下次循環的模板。每完成一個循環需 2～4分鍾，2～3小時就能將待擴目的基因擴增放大幾百萬倍。到達平台期(Plateau)所需循環次數取決於樣品中模板的拷貝。
PCR的反應動力學 PCR的三個反應步驟反復進行，使DNA擴增量呈指數上升。反應最終的DNA 擴增量可用Y＝(1＋X)n計算。Y代表DNA片段擴增後的拷貝數，X表示平(Y)均每次的擴增效率，n代表循環次數。平均擴增效率的理論值為100%， 但在實際反應中平均效率達不到理論值。反應初期，靶序列DNA片段的增加呈指數形式，隨著PCR產物的逐漸積累，被擴增的DNA片段不再呈指數增加，而進 入線性增長期或靜止期，即出現「停滯效應」，這種效應稱平台期數、PCR擴增效率及DNA聚合酶PCR的種類和活性及非特異性產物的竟爭等因素。大多數情 況下，平台期的到來是不可避免的。
PCR擴增產物 可分為長產物片段和短產物片段兩部分。短產物片段的長度嚴格地限定在兩個引物鏈5』端之間，是需要擴增的特定片段。短產物片段和長產物片段是由於引物所 結合的模板不一樣而形成的，以一個原始模板為例，在第一個反應周期中，以兩條互補的DNA為模板，引物是從3』端開始延伸，其5』端是固定的，3』端則沒 有固定的止點，長短不一，這就是「長產物片段」。進入第二周期後，引物除與原始模板結合外，還要同新合成的鏈(即「長產物片段」)結合。引物在與新鏈結合 時，由於新鏈模板的5』端序列是固定的，這就等於這次延伸的片段3』端被固定了止點，保證了新片段的起點和止點都限定於引物擴增序列以內、形成長短一致的 「短產物片段」。不難看出「短產物片段」是按指數倍數增加，而「長產物片段」則以算術倍數增加，幾乎可以忽略不計， 這使得PCR的反應產物不需要再純化，就能保證足夠純DNA片段供分析與檢測用。
PCR反應體系與反應條件
標準的PCR反應體系：
10×擴增緩沖液 10ul
4種dNTP混合物 各200umol/L
引物 各10～100pmol
模板DNA 0.1～2ug
Taq DNA聚合酶 2.5u
Mg2+ 1.5mmol/L
加雙或三蒸水至 100ul
PCR反應五要素： 參加PCR反應的物質主要有五種即引物、酶、dNTP、模板和Mg2+
引物： 引物是PCR特異性反應的關鍵，PCR 產物的特異性取決於引物與模板DNA互補的程度。理論上，只要知道任何一段模板DNA序列，就能按其設計互補的寡核苷酸鏈做引物，利用PCR就可將模板DNA在體外大量擴增。
設計引物應遵循以下原則：
①引物長度： 15-30bp，常用為20bp左右。
②引物擴增跨度： 以200-500bp為宜，特定條件下可擴增長至10kb的片段。
③引物鹼基：G+C含量以40-60%為宜，G+C太少擴增效果不佳，G+C過多易出現非特異條帶。ATGC最好隨機分布，避免5個以上的嘌呤或嘧啶核苷酸的成串排列。
④避免引物內部出現二級結構，避免兩條引物間互補，特別是3』端的互補，否則會形成引物二聚體，產生非特異的擴增條帶。
⑤引物3』端的鹼基，特別是最末及倒數第二個鹼基，應嚴格要求配對，以避免因末端鹼基不配對而導致PCR失敗。
⑥引物中有或能加上合適的酶切位點，被擴增的靶序列最好有適宜的酶切位點，這對酶切分析或分子克隆很有好處。
⑦引物的特異性：引物應與核酸序列資料庫的其它序列無明顯同源性。
引物量： 每條引物的濃度0.1～1umol或10～100pmol，以最低引物量產生所需要的結果為好，引物濃度偏高會引起錯配和非特異性擴增，且可增加引物之間形成二聚體的機會。
酶及其濃度 目前有兩種Taq DNA聚合酶供應， 一種是從棲熱水生桿菌中提純的天然酶，另一種為大腸菌合成的基因工程酶。催化一典型的PCR反應約需酶量2.5U(指總反應體積為100ul時)，濃度過高可引起非特異性擴增，濃度過低則合成產物量減少。
dNTP的質量與濃度 dNTP的質量與濃度和PCR擴增效率有密切關系，dNTP粉呈顆粒狀，如保存不當易變性失去生物學活性。dNTP溶液呈酸性，使用時應配成高濃度後，以1M NaOH或1M Tris。HCL的緩沖液將其PH調節到7.0～7.5，小量分裝， -20℃冰凍保存。多次凍融會使dNTP降解。在PCR反應中，dNTP應為50～200umol/L，尤其是注意4種dNTP的濃度要相等( 等摩爾配製)，如其中任何一種濃度不同於其它幾種時(偏高或偏低)，就會引起錯配。濃度過低又會降低PCR產物的產量。dNTP能與Mg2+結合，使游離的Mg2+濃度降低。
模板(靶基因)核酸 模板核酸的量與純化程度，是PCR成敗與否的關鍵環節之一，傳統的DNA純化方法通常採用SDS和蛋白酶K來消化處理標本。 SDS的主要功能是： 溶解細胞膜上的脂類與蛋白質，因而溶解膜蛋白而破壞細胞膜，並解離細胞中的核蛋白，SDS 還能與蛋白質結合而沉澱；蛋白酶K能水解消化蛋白質，特別是與DNA結合的組蛋白，再用有機溶劑酚與氯仿抽提掉蛋白質和其它細胞組份，用乙醇或異丙醇沉澱 核酸。提取的核酸即可作為模板用於PCR反應。一般臨床檢測標本，可採用快速簡便的方法溶解細胞，裂解病原體，消化除去染色體的蛋白質使靶基因游離，直接 用於PCR擴增。RNA模板提取一般採用異硫氰酸胍或蛋白酶K法，要防止RNase降解RNA。
Mg2+濃度 Mg2+對PCR擴增的特異性和產量有顯著的影響，在一般的PCR反應中，各種dNTP濃度為200umol/L時，Mg2+濃度為1.5～2.0mmol/L為宜。Mg2+濃度過高，反應特異性降低，出現非特異擴增，濃度過低會降低Taq DNA聚合酶的活性，使反應產物減少。
PCR反應條件的選擇
PCR反應條件為溫度、時間和循環次數。
溫度與時間的設置： 基於PCR原理三步驟而設置變性-退火-延伸三個溫度點。在標准反應中採用三溫度點法，雙鏈DNA在90～95℃變性，再迅速冷卻至40 ～60℃，引物退火並結合到靶序列上，然後快速升溫至70～75℃，在Taq DNA 聚合酶的作用下，使引物鏈沿模板延伸。對於較短靶基因(長度為100～300bp時)可採用二溫度點法， 除變性溫度外、退火與延伸溫度可合二為一，一般採用94℃變性，65℃左右退火與延伸(此溫度Taq DNA酶仍有較高的催化活性)。
①變性溫度與時間：變性溫度低，解鏈不完全是導致PCR失敗的最主要原因。一般情況下，93℃～94℃lmin足以使模板DNA變性，若低於93℃則 需延長時間，但溫度不能過高，因為高溫環境對酶的活性有影響。此步若不能使靶基因模板或PCR產物完全變性，就會導致PCR失敗。
②退火(復性)溫度與時間：退火溫度是影響PCR特異性的較重要因素。變性後溫度快速冷卻至40℃～60℃，可使引物和模板發生結合。由於模板DNA 比引物復雜得多，引物和模板之間的碰撞結合機會遠遠高於模板互補鏈之間的碰撞。退火溫度與時間，取決於引物的長度、鹼基組成及其濃度，還有靶基序列的長 度。對於20個核苷酸，G+C含量約50%的引物，55℃為選擇最適退火溫度的起點較為理想。引物的復性溫度可通過以下公式幫助選擇合適的溫度：
Tm值(解鏈溫度)=4(G+C)＋2(A+T)
復性溫度=Tm值-(5～10℃)
在Tm值允許范圍內， 選擇較高的復性溫度可大大減少引物和模板間的非特異性結合，提高PCR反應的特異性。復性時間一般為30～60sec，足以使引物與模板之間完全結合。
③延伸溫度與時間：Taq DNA聚合酶的生物學活性：
70～80℃ 150核苷酸/S/酶分子
70℃ 60核苷酸/S/酶分子
55℃ 24核苷酸/S/酶分子
高於90℃時， DNA合成幾乎不能進行。
PCR反應的延伸溫度一般選擇在70～75℃之間，常用溫度為72℃，過高的延伸溫度不利於引物和模板的結合。PCR延伸反應的時間，可根據待擴增片段的長度而定，一般1Kb以內的DNA片段，延伸時間1min是足夠 的。3～4kb的靶序列需3～4min；擴增10Kb需延伸至15min。延伸進間過長會導致非特異性擴增帶的出現。對低濃度模板的擴增，延伸時間要稍長些。
循環次數 循環次數決定PCR擴增程度。PCR循環次數主要取決於模板DNA的濃度。一般的循環次數選在30～40次之間，循環次數越多，非特異性產物的量亦隨之增多。
PCR反應特點
特異性強 PCR反應的特異性決定因素為：
①引物與模板DNA特異正確的結合；
②鹼基配對原則；
③Taq DNA聚合酶合成反應的忠實性；
④靶基因的特異性與保守性。
其中引物與模板的正確結合是關鍵。引物與模板的結合及引物鏈的延伸是遵循鹼基配對原則的。聚合酶合成反應的忠實性及Taq DNA聚合酶耐高溫性，使反應中模板與引物的結合(復性)可以在較高的溫度下進行，結合的特異性大大增加，被擴增的靶基因片段也就能保持很高的正確度。再通過選擇特異性和保守性高的靶基因區，其特異性程度就更高。
靈敏度高 PCR產物的生成量是以指數方式增加的，能將皮克(pg=10-12g)量級的起始待測模板擴增到微克(ug=10-6g)水平。能從100萬個細胞中檢出一個靶細胞；在病毒的檢測中，PCR的靈敏度可達3個RFU(空斑形成單位)；在細菌學中最小檢出率為3個細菌。
簡便、快速 PCR反應用耐高溫的Taq DNA聚合酶，一次性地將反應液加好後，即在DNA擴增液和水浴鍋上進行變性-退火-延伸反應，一般在2～4 小時完成擴增反應。擴增產物一般用電泳分析，不一定要用同位素，無放射性污染、易推廣。
對標本的純度要求低 不需要分離病毒或細菌及培養細胞，DNA 粗製品及總RNA均可作為擴增模板。可直接用臨床標本如血液、體腔液、洗嗽液、毛發、細胞、活組織等粗製的DNA擴增檢測。 PCR擴增產物分析
PCR產物是否為特異性擴增 ，其結果是否准確可靠，必須對其進行嚴格的分析與鑒定，才能得出正確的結論。PCR產物的分析，可依據研究對象和目的不同而採用不同的分析方法。
凝膠電泳分析：PCR產物電泳，EB溴乙錠染色紫外儀下觀察，初步判斷產物的特異性。PCR產物片段的大小應與預計的一致，特別是多重PCR，應用多對引物，其產物片斷都應符合預訐的大小，這是起碼條件。
瓊脂糖凝膠電泳： 通常應用1～2%的瓊脂糖凝膠，供檢測用。
聚丙烯醯胺凝膠電泳：6～10%聚丙烯醯胺凝膠電泳分離效果比瓊脂糖好，條帶比較集中，可用於科研及檢測分析。
酶切分析：根據PCR產物中限制性內切酶的位點，用相應的酶切、電泳分離後，獲得符合理論的片段，此法既能進行產物的鑒定，又能對靶基因分型，還能進行變異性研究。
分子雜交：分子雜交是檢測PCR產物特異性的有力證據，也是檢測PCR 產物鹼基突變的有效方法。
Southern印跡雜交： 在兩引物之間另合成一條寡核苷酸鏈(內部寡核苷酸)標記後做探針，與PCR產物雜交。此法既可作特異性鑒定，又可以提高檢測PCR產物的靈敏度，還可知其分子量及條帶形狀，主要用於科研。
斑點雜交： 將PCR產物點在硝酸纖維素膜或尼膜薄膜上，再用內部寡核苷酸探針雜交，觀察有無著色斑點，主要用於PCR產物特異性鑒定及變異分析。
『捌』 PCR產物的檢測方法有哪些都有什麼原理
1.瓊脂糖凝膠電泳
同時點分子量marker，根據marker條帶判斷產物分子量大小，從而大致判斷是不是你要的
2.酶切
已知你產物的序列，看上面有什麼酶切位點，用一個酶或者兩個酶切斷，看與理論預測的條帶數目和大小是否一致。一般檢測有以上兩步就行了，如果需要知道確切的需要進行3
3.測序
連接到pMD-18t
載體上，轉到大腸桿菌中。拿到公司去測序，測序結果通過gene
bank比對看與哪個基因一致，這種方法最准確
4.表達
pcr產物連到真核或者原核表達載體上，適宜條件表達出來以後的蛋白做質譜分析，看與理論產物表達的蛋白是否有一致的片段
『玖』 現在有哪幾種PCR的方法啊
Qβ復制酶反應
Kacian等於1972年首次報報Qβ復制酶催化RNA模板的自我復制功能，它能在常溫30min，將其天然MDV擴增至109.1986年Chu等報道用生物標記的靶序列特異性探針，可與親和素聯接的MDV雜交，經洗脫未被結合的MDV後，再加入Qβ復制酶，擴增復制MDV拷貝，然後用溴乙錠染色檢測或用同源性的第二探針雜交.
Qβ復制酶是一種RNA指導的RNA聚合酶，它有3個特點:①不需寡核苷酸引物的引導就可啟動RNA的合成.②能特異地識別RNA基因中由於分子內鹼基配對而形成的特有的RNA折疊結構.③在Qβ復制酶的天然模板MDV的非折疊結構區插入一短的核酸序列不影響該酶的復制.因而，如在此區插入核酸探針，則其序列照樣可能被Qβ復制酶擴增.
1988年Lizardi等，將靶基因序列插進MDV質粒里，用T7RNA聚合酶催化轉錄出MDV探針，這種RNA探針可與靶序列雜交，然後洗去非雜交的探針，加入Qβ復制酶來擴增探針，被擴增的探針又可作為模板進行擴增，並呈指數遞增.其產物按上述兩種方法進行檢測.現在該技術又發展了夾心雜交法，分子開關和靶依賴的復制等技術.
其擴增狀況，此法可用來檢測基因的突變，染色體重排或轉位，基因缺失及微生物的型別鑒定等.
反向PCR
反向PCR是用反向的互補引物來擴增兩引物以外的未知序列的片段，而常規PCR擴增的是已知序列的兩引物之間DNA片段.實驗時選擇已知序列內部沒有切點的限制性內切酶對該段DNA進行酶切，然後用連接酶使帶有粘性末端的靶序列環化連接，再用一對反向的引物進行PCR，其擴增產物將含有兩引物外未知序列，從而對未知序進行分析研究.
不對稱PCR
不對稱PCR是用不等量的一對引物，PCR擴增後產生大量的單鏈DNA這對引物分別稱為非限制引物與限制性引物，其比例一般為50～100∶1.在PCR反應的最初10～15個循環中，其擴增產物主要是雙鏈DNA，但當限制性引物低濃度引物消耗完後，非限制性引物高濃度引物引導的PCR就會產生大量的單鏈DNA.不對稱PCR的關鍵是控制限制性引物的絕對量，需多次摸索優化兩條引物的比例.還有一種方法是先用等濃度的引物PCR擴增，制備雙鍵DNA，然後以此dsDNA為模板，再以其中的一條引物進行第二次PCR，制備ssDNA.不對稱PCR制備的ssDNA，主要用於核酸序列測定.
重組PCR
使兩個不相鄰的DNA片段重組在一起的PCR稱為重組PCR，1986年報道了由PCR擴增的兩個DNA片段通過重組合後再經延伸而制備出新的DNA分子.其基本原理為將突變鹼基，插入或缺失片段，或一種物質的幾個基因片段均設計在引物中，先分段對模板擴增，除去多餘的引物後，將產物混合，再用一對引物對其進行PCR擴增.其產物將是一重組合的DNA.重組PCR主要用於位點專一鹼基置換，DNA片段的插入或缺失DNA片段的連接(如基因工程抗體
多重PCR
一般PCR僅應用一對引物，通過PCR擴增產生一個核酸片段，主要用於單一致病因子等的鑒定.多重PCR，又稱多重引物PCR或復合PCR，它是在同一PCR反應體系裡加上二對以上引物，同時擴增出多個核酸片段的PCR反應，其反應原理，反應試劑和操作過程與一般PCR相同.
免疫PCR
免疫試驗的主要步驟有三個:①抗原抗體反應，②與嵌合連接分子結合，③PCR擴增嵌合連接分子中的DNA一般為質粒DNA該技術的關鍵環節是嵌合連接分子的制備.在免疫-PCR中，嵌合連接分子起著橋梁作用，它有兩個結合位點，一個與抗原抗體復合物中的抗體結合，一個與質粒DNA結合，其基本原理與ELISA和免疫酶染色相似，不同之處在於其中的標記物不是酶而是質粒DNA，在操作反應中形成抗原抗體-連接分子復合物，通過PCR擴增DNA來判斷是否存在特異性抗原.
免疫PCR優點為:①特異性較強，因為它建立在抗原抗體特異性反應的基礎上.②敏感度高，PCR具有驚人的擴增能力，免疫PCR比ELISA敏感度高105倍以上，可用於單個抗原的檢測.③操作簡便，PCR擴增質粒DNA比擴增靶基因容易得多，一般實驗室均能進行.
☆ PCR用於進化分析
進化遺傳學具有兩個並列的研究方向：系統發育的重建和種群分析。自1962年， Zuckerkandl和Pauling提出蛋白質序列和基因序列的比較可以象分子種一樣用於標志現存物種分化的時間以來，各種生化方法被用於系統發育的研究。在最初二十年內，同功酶的電泳分析、免疫學比較和蛋白質序列分析被廣泛地應用。而最近，DNA雜交和核糖體RNA序列分析為分類學做出了重要貢獻。這些技術大多有局限性，因為它們是估計而不是直接測量序列的差別。
☆ 反向聚合酶鏈反應
通常測定一個與已知序列相鄰的DNA序列是必要的，例如位於編碼DNA的上游和下游兩 側的區域，轉位因子的插入位點以及克隆於Lambda、科期粒或酵母人工染色體載體上 的DNA片段末段的未知序列的探針等。這種末端特異探針在Southern Blot或染色體要得到邊側序列的探針一般需要進行一系列費時、費力的工作，首先用內切酶裂解和 用已知邊側序列的探針Southern雜交以確定大小適合於克隆的末端片段;這些片段還 要經過凝膠分離、克隆，得到的物質再與已知邊側區域雜交以確定合適的克隆子。要 測定未吞邊側區序列時，通常需要從克隆中進行各種片段的亞克隆。
為避免這些步驟，我們採用擴展的PCR方法，使相鄰邊側區域得以擴增。典型的PCR擴增使用與互補鏈雜交的寡聚核苷酸引物。引物是定向的，使延伸向內跨過兩個引物之間的區域。一個引物的DNA合成產物作為另一個引物的模板，進行DNA變性、引物退 火，DNA聚合酶管伸反應的多次重復性循環，可使引物規定區域的拷貝數成指數增 加。但用傳統PCR方法得不到緊鄰引物外側的DNA序列，因為寡聚核苷酸所引導的既有 目的DNA又有引物外側區的DNA合成在拷貝過程中只呈線性增長，這種線性增長是因 為，對於每種引物來講，其不能引導DNA反向合成幾乎是同時，有三個實驗室分別設計出一種方法，使PCR可以擴增邊側區域。該方法反向PCR的基本點是用適當內切酶裂解核心區外分子，使這些酶切片段自身連接形成環狀分子，從而將邊側區域轉化為內部區域。
反向PCR程序
用傳統的緩沖液和其他提供者推薦的條件裂解DNA。反向PCR所擴增的片段的大小由 PCR擴增片段的大小決定，目前，PCR擴增的實際上限為3kb。在許多情況下，首先 需要進行Southern雜交來確定內切酶用以產生大小適於環化及反向PCR的片段的末端片段。能裂解核心區的內切酶使反向PCR只能擴增引物所定模板依賴於引物的上游或上游區，而不裂解核心區的酶則使兩上邊側序列都擴增，並帶有由內切酶和環化類 型決定的接點例如，互補突頭連接與鈍頭連接。對於擴增左翼或右翼序列，初試時 最好靠近識別上個鹼基位位的酶，並已知在核心區有其方便的裂解位點。如果用反向 PCR從含有大量不同的克隆片段的同一載體中探測雜交探針，建議事先在載體中引入 合適的酶切位點。
用T4連接酶在稀DNA濃度下環化更容易形成單環。在一些實驗中，為產生對反向PCR大小適當的DNA片段需要兩種內切酶，但這樣所產生的片段末端則不適於連接，環 化前需用Klenow或噬菌體T4DNA聚合酶修理鈍化。連接前，需用酚或熱變性使內切 酶失活。在我們實驗中，不必裂解環狀分子核心區也可得到有效的PCR擴增。這顯然不同於Silver和Keerikatter[7]的實驗結果，他們報道在核心裂解使模板線性化後，PCR擴增率增加100倍，但Triglia等則發現裂解環狀分子與加熱引起隨機缺口效果相同。
反向PCR的應用
反向PCR的應用已經證明該方法可以避免不方便的克隆和亞克隆步驟，因此可解決大 量問題。我們最初用反向PCR擴增E.coli天然分離物中轉位插入序 列ISL的邊側序列;Triglia等將反向PCR用於編碼瘧原蟲主裂殖子表面抗原前體的基因，在實驗中，他們用RsaⅠ酶裂解基因組DNA，連接，得到的環再用HinfⅠ在內部位點酶切，然後進行擴增，得到預期的297bp大小的片段，並用DNA直接測序進行鑒定。他們認為反向PCR由於具有從全長cDNA得到序列信息的優 點，將對步查現轉錄基因的5端或3端的邊側區域有用。
反向PCR的另一個應用是Silver和Keerikatte進行的。他們將其應用於擴增拉於整合在小鼠細胞中的外生原病毒DNA邊側的細胞DNA。除強調反向PCR在染色體「步查」 或「跳查」中的用途，他們還指出，該技術用於擴增特徵性弱的序列，這 些序列在E.Coli或其他宿主載體系統中很騅或不能克隆。
『拾』 數字PCR檢測方法如何選擇
數字PCR即Digital PCR（dPCR)，它是一種核酸分子絕對定量技術。相較於qPCR，數字PCR可讓你能夠直接數出DNA分子的個數，是對起始樣品的絕對定量。
在定量PCR時，我們常常糾結一個問題，究竟是相對定量還是絕對定量呢？如今，你無需糾結了，因為數字PCR（digital PCR）來了。盡管這兩種技術有些類似，都是估計起始樣品中的核酸量，但它們有一個重要的區別。定量PCR是依靠標准曲線或參照基因來測定核酸量，而數字PCR則讓你能夠直接數出DNA分子的個數，是對起始樣品的絕對定量。因此特別適用於依靠Ct值不能很好分辨的應用領域：拷貝數變異、突變檢測、基因相對表達研究（如等位基因不平衡表達）、二代測序結果驗證、miRNA表達分析、單細胞基因表達分析等。
原理
PCR實際上是一個在模板DNA、引物(模板片段兩端的已知序列)和四種脫氧核苷酸等存在的情況下，DNA聚合酶依賴的酶促合成反應，擴增的特異性取決於引物與模板DNA的特異結合。
數字PCR可以實現更高准確性、靈敏度和絕對定量
數字PCR是一種核酸檢測和定量分析的新方法，可以作為傳統實時定量PCR的替代方法，以實現絕對定量及稀有等位基因的檢測。數字PCR的工作原理在於將DNA或cDNA樣品分割為許多單獨、平行的PCR反應，部分這些反應包含了靶標分子（陽性），而其他不包含（陰性）。單個分子可以被擴增一百萬倍或更多。在擴增期間，TaqMan化學試劑及染料標記探針可用於檢測特定序列的靶標。當不存在任何靶標序列時，沒有信號累積。PCR分析後，陰性反應片段用於生成樣品中靶標分子的絕對計數，而無需標准品或內標。
納流晶元的使用提供了便捷和直觀的機制來同時平行運行上千個PCR反應。每個孔都加入了樣品、擴增混合物和 TaqMan測定試劑的混合物，然後進行單獨分析以檢測存在（陽性）或不存在（陰性）終點信號。考慮到孔可能接收到多個靶標序列分子，使用泊松模型應用了一個校正因子。
以上來自網路。