檢測蛋白質的方法

Ⅰ 檢測食品中蛋白質含量的原理和方法是什麼

一、蛋白質的檢測原理：

基於食品中蛋白質含量與食品中氮含量的比例關系換算的。如乳中蛋白質與氮含量的比值為6.38，大豆中蛋白質與氮含量的比值為5.71，普通食品中蛋白質與氮含量的比值為6.25。因此是通過測定食品中氮含量後再根據換算系數得到食品中蛋白質含量。

二、蛋白質的檢測方法：

1、凱氏定氮法：樣品在高溫濃硫酸的消化作用下，將樣品中的有機氮轉化為無機銨，待消化液冷卻後，加入過量的鹼，使無機銨轉化為揮發性的氨，再將氨蒸出後，利用鹽酸標准溶液滴定，最後根據消耗的鹽酸標液體積推算樣品中的氮含量。

2、杜馬斯定氮法：樣品在高純氧中充分燃燒的過程中，將氮元素轉化為氮氣或氮氧化物，再經過高溫銅的還原，使所有的氮轉化為N2，然後利用熱導檢測器檢測N2的含量來推算樣品中氮含量。因此杜馬斯定氮法也稱為杜馬斯燃燒法或燃燒定氮法。

(1)檢測蛋白質的方法擴展閱讀：

凱氏定氮法通過硫酸高溫消化，只能將有機氮轉化為無機銨，而對於硝態氮（如硝酸鹽、亞硝酸鹽）則不能轉化。因此凱氏定氮法適用於不含硝態氮的食品、農產品、化妝品、醫葯等。凱氏定氮法是由丹麥化學家凱道爾於1883年率先提出，由於設備要求簡單，自提出後便成為蛋白質測定的經典方法，廣泛運用於蛋白質檢測中。

杜馬斯燃燒法既能將有機氮轉化為N2,又能將無機的硝態氮轉化為N2。因此，杜馬斯的應用更為廣泛。杜馬斯定氮法是由法國化學家杜馬斯在1831年提出，雖然該法比凱氏定氮法早半個世紀提出，但由於當時設備條件難以滿足杜馬斯定氮法的要求，限制了其發展。

Ⅱ 蛋白質的定性測定方法

蛋白質定性方法茚三酮反應
1.范圍

本方法採用茚三酮試劑與蛋白質中a-氨基酸反應生成藍紫色化合物最大吸收值的波長為570nm
本方法適用於各類蛋白質測定范圍0.5 g 50 g 蛋白質

2.原理

茚三酮是使氨基酸和多肽顯色的重要試劑當茚三酮在弱酸性條件下和-氨基酸反應時氨基酸被氧化分解生成醛放出NH3 和C02 水合茚三酮則變成還原型茚三酮然後還原型茚三酮與NH3 及另一分子茚三酮進一步縮合生成藍紫色化合物最大吸收值的波長為570nm此反應為一切a-氨基酸所共有反應靈敏因而本法是氨基酸定量測定應用最廣泛的方法之一脯氨酸和羥脯氨酸與茚三酮反應生成黃色化合物最大吸收值的波長在44Onm 多肽和蛋白質雖然具有茚三酮反應但肽鏈越大靈敏度也越來越差故不宜作定量測定之用在多肽合成中常用來檢驗有無自由氨基的肽類存在

3 .試劑

茚三酮無水乙醇95%乙醇甘氨酸

4.試樣制備

4.1 蛋白質溶液箱保存備用
4.2 1mg mL-1的茚三酮乙醇溶液,0.1g 茚三酮溶於100mL 95%乙醇新鮮配置
4.3 5mg mL-1的甘氨酸溶液

5.參考文獻

1.陳曾燮劉兢羅丹 編.生物化學實驗.合肥中國科學技術大學出版社1994.1-6
2.李建武等 合編.生物化學實驗原理和方法.北京北京大學出版社1994.150-174
3.寧正祥 編.食品成分分析手冊.北京中國輕工業出版社1998.62-80

Ⅲ 蛋白質的檢驗方法

蛋白質測定方法:

測定蛋白質的方法可分為兩大類：
一類是利用蛋白質的共性，即含氮量 、肽鍵和折射率測定蛋白質含量 ；
另一類是利用蛋白質中特定氨基酸殘基、酸性和鹼性基團 以及芳香基團等測定蛋白質含量。
(1) 凱氏定氮法: 是通過測出樣品中的總含氮量再乘以相應的蛋白質系數而求出蛋白質的含量，由於樣品中含有少量非蛋白質含氮化合物，故此法的結果稱為粗蛋白質含量。(是食品上蛋白質含量測定最常用的方法)
(2) 雙縮脲法
(3) 染料結合法
(4) 酚試劑法：方法簡便快速，故多用於生產單位質量控制分析。
(5) 紫外分光光度法-近紅外光譜法

Ⅳ 檢驗蛋白質的方法及現象

在鹼性溶液中，雙縮脲試劑能與蛋白質反應，形成紅褐色絡合物，顏色深淺與蛋白質濃度成正比．因此，檢驗蛋白質可用滴加雙縮脲變成紅褐色的方法，出現的現象是紅褐色．
故選B

Ⅳ 蛋白質的檢測方法及原理

1
磷酸化檢測可以用二級質譜啊，在正離子模式下，經過collision
cell後中性丟失了98dalton（ser和thr）或216dalton（tyr）的肽段就可能是含一個磷酸化位點的磷酸化肽段。
2
基本原理就是設計個t將目的蛋白留在柱子上或沉澱下來。

Ⅵ 常用來測定蛋白質含量的方法有哪些優缺點是什麼

1、凱氏定氮法

凱氏定氮法是測定化合物或混合物中總氮量的一種方法。即在有催化劑的條件下，用濃硫酸消化樣品將有機氮都轉變成無機銨鹽，然後在鹼性條件下將銨鹽轉化為氨，隨水蒸氣蒸餾出來並為過量的硼酸液吸收，再以標准鹽酸滴定，就可計算出樣品中的氮量。

由於蛋白質含氮量比較恆定，可由其氮量計算蛋白質含量，故此法是經典的蛋白質定量方法。

優點：可用於所有食品的蛋白質分析中；操作相對比較簡單；實驗費用較低；結果准確，是一種測定蛋白質的經典方法；用改進方法（微量凱氏定氮法）可測定樣品中微量的蛋白質。

缺點：凱氏定氮法只是一個氧化還原反應,把低價氮氧化並轉為氨鹽來測定,而不能把高價氮還原為氮鹽的形式,所以不可以測出物質中所有價態的氮含量。

2、雙縮脲法

雙縮脲法是一個用於鑒定蛋白質的分析方法。雙縮脲試劑是一個鹼性的含銅試液，呈藍色，由1%氫氧化鉀、幾滴1%硫酸銅和酒石酸鉀鈉配製。

當底物中含有肽鍵時（多肽），試液中的銅與多肽配位，配合物呈紫色。可通過比色法分析濃度，在紫外可見光譜中的波長為540nm。鑒定反應的靈敏度為5-160mg/ml。鑒定反應蛋白質單位1-10mg。

優點：測定速度較快，干擾物質少，不同蛋白質產生的顏色深淺相近。

缺點：①靈敏度差； ② 三羥甲基氨基甲烷、一些氨基酸和EDTA等會干擾該反應。

3、酚試劑法

取6支試管分別標號，前5支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，不加標准蛋白溶液，在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於650nm波長處測定各管中溶液的吸光度值。

優點：靈敏度高，對水溶性蛋白質含量的測定很有效。

缺點：①費時，要精確控制操作時間；②酚法試劑的配製比較繁瑣。

4、紫外吸收法

大多數蛋白質在280nm波長處有特徵的最大吸收，這是由於蛋白質中有酪氨酸，色氨酸和苯丙氨酸存在，可用於測定0.1～0.5mg/mL含量的蛋白質溶液。

取9支試管分別標號，前8支試管分別加入不同濃度的標准蛋白溶液，1號試管不加標准蛋白溶液，最後一支試管加待測蛋白質溶液，而不加標准蛋白溶液，每支試管液體總量通過加入蒸餾水補足而保持一致，將液體混合均勻，在280nm波長處進行比色，記錄吸光度值。

優點：簡便、靈敏、快速，不消耗樣品，測定後能回收。 

缺點：①測定蛋白質含量的准確度較差，專一性差； ②干擾物質多，若樣品中含有嘌呤、嘧啶及核酸等能吸收紫外光的物質，會出現較大的干擾。

5、考馬斯亮藍法

考馬斯亮藍顯色法的基本原理是根據蛋白質可與考馬斯亮藍G-250 定量結合。當考馬斯亮藍 G-250 與蛋白質結合後，其對可見光的最大吸收峰從 465nm 變為 595nm。

在考馬斯亮藍 G-250 過量且濃度恆定的情況下，當溶液中的蛋白質濃度不同時，就會有不同量的考馬斯亮藍 G-250 從吸收峰為 465nm 的形式轉變成吸收峰為 595nm 的形式，而且這種轉變有一定的數量關系。

一般情況，當溶液中的蛋白質濃度增加時，顯色液在 595nm 處的吸光度基本能保持線性增加，因此可以用考馬斯亮藍 G-250 顯色法來測定溶液中蛋白質的含量。

優點：靈敏度高，測定快速、簡便，干擾物質少，不受酚類、游離氨基酸和緩沖劑、絡合劑的影響，適合大量樣品的測定。

缺點：由於各種蛋白質中的精氨酸和芳香族氨基酸的含量不同,因此用於不同蛋白質測定時有較大的偏差。

Ⅶ 蛋白質的檢驗方法是什麼

用火燒一下吧，如果含有蛋白質，會有一股燒頭發的味道，成黑色微粒狀，可以用手捏碎

Ⅷ 鑒定蛋白質有哪些方法

蛋白質含量的測定：
1 凱氏定氮法
根據氮在蛋白質分子中含量恆定（平均佔16%），因此測定出樣品中氮的含量後，即可求出樣品中蛋白質含量。
2 雙縮脲法
3 福林-酚試劑法
福林-酚試劑包括兩種試劑：鹼性銅試劑，磷鉬酸及磷鎢酸的混合試劑。鹼性銅試劑與蛋白質產生雙縮脲反應。這種被作用的蛋白質中的酚基（酪氨酸），在鹼性條件下易將磷鉬酸和磷鎢酸還原成藍色的鉬藍和鎢藍，所生成藍色的深淺，與蛋白質的含量成正比。在650nm和660nm波長下測定光吸收值，即可測定蛋白質含量。
4 紫外吸收法
酪氨酸，色氨酸在280nm處左右具有最大吸收。由於在各種蛋白質中這幾種氨基酸含量差別不大，所以280nm的吸收值與濃度呈正相關。可用於蛋白質濃度的測定。

Ⅸ 一般採用什麼方法檢驗蛋白質即鑒定

一般用雙縮脲試劑鑒定，雙縮脲試劑可以和蛋白質發生紫色反應。

Ⅹ 如何准確測定樣品中蛋白質的含量

5種方法測定蛋白質含量

一、微量凱氏（kjeldahl）定氮法

樣品與濃硫酸共熱。含氮有機物即分解產生氨（消化），氨又與硫酸作用，變成硫酸氨。經強鹼鹼化使之分解放出氨，借蒸汽將氨蒸至酸液中，根據此酸液被中和的程度可計算得樣品之氮含量。

二、雙縮脲法（biuret法）

1、實驗原理

雙縮脲是兩個分子脲經180℃左右加熱，放出一個分子氨後得到的產物。在強鹼性溶液中，雙縮脲與硫酸銅形成紫色絡合物，稱為雙縮脲反應。凡具有兩個醯胺基或兩個直接連接的肽鍵，或能過一個中間碳原子相連的肽鍵，這類化合物都有雙縮脲反應。

紫色絡合物顏色的深淺與蛋白質濃度成正比，而與蛋白質分子量及氨基酸成分無關，故可用來測定蛋白質含量。測定范圍為1-10mg蛋白質。干擾這一測定的物質主要有：硫酸銨、tris緩沖液和某些氨基酸等。

此法的優點是較快速 ，不同的蛋白質產生顏色的深淺相近，以及干擾物質少。主要的缺點是靈敏度差。因此雙縮脲法常用於需要快速，但並不需要十分精確的蛋白質測定。

2、試劑與器材

（1）試劑：a、標准蛋白質溶液：用標準的結晶牛血清清蛋白或標准酪蛋白，配製成10mg/ml的標准蛋白溶液，可用bsa濃度1mg/ml的a280為0.66來校正其純度。

如有需要，標准蛋白質還可預先用微量凱氏定氮法測定蛋白氮含量，計算出其純度，再根據其純度，稱量配製成標准蛋白質溶液。牛血清清蛋白用0.9%nacl配製，酪蛋白用0.05n nach配製。

b、雙縮脲試劑：稱以1.50克硫酸銅和6.0克酒石酸鉀鈉，用500毫升水溶解，在攪拌下加入300毫升10% naoh溶液，用水稀釋到1升，貯存於塑料瓶中（或內壁塗以石蠟的瓶中）。此試劑可長期保存。若貯存瓶中有黑色沉澱出現，則需要重新配製。

（2）器材： 可見光分光光度計、大試管15支、旋渦混合器等。

3、操作方法

（1）標准曲線的測定：取12支試管分兩組，分別加入0，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0毫升的標准蛋白質溶液，用水補足到1毫升，然後加入4毫升雙縮脲試劑。充分搖勻後，在室溫（20～25℃）下放置30分鍾，於540nm處進行比色測定。

用未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照液。取兩組測定的平均值，以蛋白質的含量為橫座標，光吸收值為縱座標繪制標准曲線。

（2）樣品的測定：取2～3個試管，用上述同樣的方法，測定未知樣品的蛋白質濃度。注意樣品濃度不要超過10mg/ml。

三、folin—酚試劑法（lowry法）

1、實驗原理

這種蛋白質測定法是最靈敏的方法之一。過去此法是應用最廣泛的一種方法，由於其試劑乙的配製較為困難（現在已可以訂購），近年來逐漸被考馬斯亮蘭法所取代。此法的顯色原理與雙縮脲方法是相同的，只是加入了第二種試劑，即folin—酚試劑，以增加顯色量，從而提高了檢測蛋白質的靈敏度。

這兩種顯色反應產生深蘭色的原因是：在鹼性條件下，蛋白質中的肽鍵與銅結合生成復合物。folin—酚試劑中的磷鉬酸鹽—磷鎢酸鹽被蛋白質中的酪氨酸和苯丙氨酸殘基還原，產生深蘭色（鉬蘭和鎢蘭的混合物）。

在一定的條件下，蘭色深度與蛋白的量成正比。 folin—酚試劑法最早由lowry確定了蛋白質濃度測定的基本步驟。以後在生物化學領域得到廣泛的應用。這個測定法的優點是靈敏度高，比雙縮脲法靈敏得多，缺點是費時間較長，要精確控制操作時間，標准曲線也不是嚴格的直線形式，且專一性較差，干擾物質較多。

對雙縮脲反應發生干擾的離子，同樣容易干擾lowry反應。而且對後者的影響還要大得多。酚類、檸檬酸、硫酸銨、tris緩沖液、甘氨酸、糖類、甘油等均有干擾作用。

濃度較低的尿素（0.5%），硫酸納（1%），硝酸納（1%），三氯乙酸（0.5%），乙醇（5%），乙醚（5%），丙酮（0.5%）等溶液對顯色無影響，但這些物質濃度高時，必須作校正曲線。

含硫酸銨的溶液，只須加濃碳酸鈉—氫氧化鈉溶液，即可顯色測定。若樣品酸度較高，顯色後會色淺，則必須提高碳酸鈉—氫氧化鈉溶液的濃度1～2倍。

進行測定時，加folin—酚試劑時要特別小心，因為該試劑僅在酸性ph條件下穩定，但上述還原反應只在ph=10的情況下發生，故當folin一酚試劑加到鹼性的銅—蛋白質溶液中時，必須立即混勻，以便在磷鉬酸—磷鎢酸試劑被破壞之前，還原反應即能發生。

此法也適用於酪氨酸和色氨酸的定量測定。 此法可檢測的最低蛋白質量達5mg。通常測定范圍是20~250mg。

2、試劑與器材

（1）試劑

a、試劑甲： （a）10克碳酸鈉，2克 naoh和0.25克酒石酸鉀鈉 。溶解於500毫升蒸餾水中。 （b）0.5克硫酸銅溶解於100毫升蒸餾水中，每次使用前，將50份（a）與1份（b）混合，即為試劑甲。

b、試劑乙：在2升磨口迴流瓶中，加入100克鎢酸鈉，25克鉬酸鈉及700毫升蒸餾水，再加50毫升85%磷酸，100毫升濃鹽酸，充分混合，接上迴流管，以小火迴流10小時，迴流結束時，加入150克硫酸鋰，50毫升蒸餾水及數滴液體溴，

開口繼續沸騰15分鍾，以便驅除過量的溴。冷卻後溶液呈黃色（如仍呈綠色，須再重復滴加液體溴的步驟）。稀釋至1升，過濾，濾液置於棕色試劑瓶中保存。使用時用標准nach滴定，酚酞作指示劑，然後適當稀釋，約加水1倍，使最終的酸濃度為1n左右。

c、標准蛋白質溶液: 精確稱取結晶牛血清清蛋白或球蛋白，溶於蒸餾水，濃度為250mg/ml左右。牛血清清蛋白溶於水若混濁，可改用0.9%nacl溶液。

（2）器材

a、可見光分光光度計

b、旋渦混合器

c、秒錶

d、試管16支

3、操作方法

（1）標准曲線的測定：取16支大試管，1支作空白，3支留作未知樣品，其餘試管分成兩組，分別加入0，0.1，0.2，0.4，0.6，0.8，1.0毫升標准蛋白質溶液（濃度為250mg/ml）。用水補足到1.0毫升，

然後每支試管加入5毫升試劑甲，在旋渦混合器上迅速混合，於室溫（20～25℃）放置10分鍾。再逐管加入0.5毫升試劑乙（folin—酚試劑），同樣立即混勻。

這一步混合速度要快，否則會使顯色程度減弱。然後在室溫下放置30分鍾，以未加蛋白質溶液的第一支試管作為空白對照，於700nm處測定各管中溶液的吸光度值。以蛋白質的量為橫座標，吸光度值為縱座標，繪制出標准曲線。

注意：因lowry反應的顯色隨時間不斷加深，因此各項操作必須精確控制時間，即第1支試管加入5毫升試劑甲後，開始計時，1分鍾後，第2支試管加入5毫升試劑甲，2分鍾後加第3支試管，余此類推。

全部試管加完試劑甲後若已超過10分鍾，則第1支試管可立即加入0.5毫升試劑乙，1分鍾後第2支試管加入0.5毫升試劑乙，2分鍾後加第3支試管，余此類推。待最後一支試管加完試劑後，再放置30分鍾，然後開始測定光吸收。

每分鍾測一個樣品。 進行多試管操作時，為了防止出錯，每位學生都必須在實驗記錄本上預先畫好下面的表格。表中是每個試管要加入的量（毫升），並按由左至右，由上至下的順序，逐管加入。最下面兩排是計算出的每管中蛋白質的量（微克）和測得的吸光度值。

folin—酚試劑法實驗表 管號 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 標准蛋白質 0 0.1 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 （250mg/ml） 未知蛋白質 0.2 0.4 0.6 （約250mg/ml）

蒸餾水 1.0 0.9 0.8 0.6 0.4 0.2 0 0.8 0.6 0.4 試劑甲 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 試劑乙 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 0.5 每管中蛋白質的量（mg） 吸光度值（a700）

（2）樣品的測定：取1毫升樣品溶液（其中約含蛋白質20~250微克），按上述方法進行操作，取1毫升蒸餾水代替樣品作為空白對照。

通常樣品的測定也可與標准曲線的測定放在一起，同時進行。即在標准曲線測定的各試管後面，再增加3個試管。如上表中的8、9、10試管。

根據所測樣品的吸光度值，在標准曲線上查出相應的蛋白質量，從而計算出樣品溶液的蛋白質濃度。

注意:由於各種蛋白質含有不同量的酪氨酸和苯丙氨酸，顯色的深淺往往隨不同的蛋白質而變化。因而本測定法通常只適用於測定蛋白質的相對濃度（相對於標准蛋白質）。

四、改良的簡易folin—酚試劑法

1、試劑

（1）試劑甲：鹼性銅試劑溶液中，含0.5n 氯化鈉、10%碳酸鈉、0.1%酒石酸鉀和0.05%硫酸銅，配製時注意硫酸銅用少量蒸餾水溶解後，最後加入。

（2）試劑乙：與前面的基本法相同。臨用時加蒸餾水稀釋8倍。

（3）標准蛋白質溶液：同基本法。

2、操作步驟 測定標准曲線與樣品溶液的操作方法與基本法相同。只是試劑甲改為1毫升，室溫放置10分鍾後，試劑乙改為4毫升。在55℃恆溫水浴中保溫5分鍾。

用流動水冷卻後，在660nm下測定其吸光度值。 改良的快速簡易法，可獲得與 folin—酚試劑法（即lowry基本法）相接近的結果。

五、考馬斯亮蘭法（bradford法）

1、實驗原理 雙縮脲法（biuret法）和folin—酚試劑法（lowry法）的明顯缺點和許多限制，促使科學家們去尋找更好的蛋白質溶液測定的方法。

1976年由bradford建立的考馬斯亮蘭法（bradford法），是根據蛋白質與染料相結合的原理設計的。這種蛋白質測定法具有超過其他幾種方法的突出優點，因而正在得到廣泛的應用。

這一方法是目前靈敏度最高的蛋白質測定法。 考馬斯亮蘭g-250染料，在酸性溶液中與蛋白質結合，使染料的最大吸收峰的位置（lmax），由465nm變為595nm，溶液的顏色也由棕黑色變為蘭色。

經研究認為，染料主要是與蛋白質中的鹼性氨基酸（特別是精氨酸）和芳香族氨基酸殘基相結合。 在595nm下測定的吸光度值a595，與蛋白質濃度成正比。

2、試劑與器材

（1）試劑：

a、標准蛋白質溶液，用球蛋白或牛血清清蛋白，配製成1.0mg/ml和0.1mg/ml的標准蛋白質溶液。

b、考馬斯亮蘭g—250染料試劑：稱100mg考馬斯亮蘭g—250，溶於50ml 95%的乙醇後，再加入120ml 85%的磷酸，用水稀釋至1升。

（2）器材：

a、可見光分光光度計

b、旋渦混合器

c、試管16支

3、操作方法

（1）標准方法

a、取16支試管，1支作空白，3支留作未知樣品，其餘試管分為兩組按表中順序，分別加入樣品、水和試劑，即用1.0mg/ml的標准蛋白質溶液給各試管分別加入：0、0.01、0.02、0.04、0.06、0.08、0.1ml，然後用無離子水補充到0.1ml。

最後各試管中分別加入5.0ml考馬斯亮蘭g—250試劑，每加完一管，立即在旋渦混合器上混合（注意不要太劇烈，以免產生大量氣泡而難於消除）。未知樣品的加樣量見下表中的第8、9、10管。

b、加完試劑2-5分鍾後，即可開始用比色皿，在分光光度計上測定各樣品在595nm處的光吸收值a595，空白對照為第1號試管，即0.1ml水加5.0mg—250試劑。

注意：不可使用石英比色皿（因不易洗去染色），可用塑料或玻璃比色皿，使用後立即用少量95%的乙醇盪洗，以洗去染色。塑料比色皿決不可用乙醇或丙酮長時間浸泡。

考馬斯亮蘭法實驗表管號 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 標准蛋白質 0 0.01 0.02 0.04 0.06 0.08 0.10 (1.0mg/ml) 未知蛋白質 0.02 0.04 0.06 (約1.0mg/ml)

蒸餾水 0.1 0.09 0.08 0.06 0.04 0.02 0 0.08 0.06 0.04 考馬斯亮藍 g－250試劑 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 5.0 每管中的蛋 白質量（mg） 光吸收值 （a595）

c、用標准蛋白質量（mg）為橫座標，用吸光度值a595為縱座標，作圖，即得到一條標准曲線。由此標准曲線，根據測出的未知樣品的a595值，即可查出未知樣品的蛋白質含量。 0.5mg牛血清蛋白/ml溶液的a595約為0.50。

（2）微量法 當樣品中蛋白質濃度較稀時（10－100mg/ml）,可將取樣量（包括補加的水）加大到0.5ml或1.0ml, 空白對照則分別為0.5ml或1.0ml水，考馬斯亮藍g－250試劑仍加5.0ml，同時作相應的標准曲線，測定595nm的光吸收值。 0.05mg牛血清蛋白/ml溶液的a595約為0.29。