⑴ 尿微量白蛋白檢測試劑盒怎樣使用
尿微量白蛋白指高於正常，但常規方法無法檢出的白蛋白尿，他的檢測作為早期腎損害診斷的重要指標已受到廣泛重視，測定方法包括放射免疫法、ELASA法等。應用較多的是免疫透射比濁法，但報告方式不一，有的以每升尿中白蛋白量表示，有的以24小時排泄量表示，常用的報告方式是以白蛋白/肌酐比值報告。我們以不同表示方法對正常人尿白蛋白的正常值進行了統計分析，並對部分高血壓、糖尿病患者進行測定，現報告如下。 1.儀器與方法：尿微量白蛋白測定試劑盒，肌酐測定試劑盒均購於凱創公司。儀器應用瑞士產Cobas MIRA plus全自動生化分析儀。尿白蛋白測定，取標本10 ml，1 500×g離心10分鍾，取上清10 μl，加緩沖液250 μl，抗血清50 μl，測定波長340 nm，反應溫度37℃，測定時限300秒，5點定標，范圍5～200 mg/L。肌酐採用Jaffe′s法，尿標本預先用生理鹽水30倍稀釋測定。
2.對象：對照組，健康人70例(男43例，女27例)，平均年齡41.2歲(21～54歲)，均排除高血壓、糖尿病及其他和腎病有關病史。糖尿病組，42例(男28例，女14例)，平均年齡51.2歲(34～72歲)，病程2～20年。高血壓組，62例(男39例，女23例)，平均年齡44.5歲(31～71歲)，血壓范圍160～190/95～120 mmHg，病程2～27年。臨床診斷Ⅰ期21例，Ⅱ期41例，其中Ⅱ期患者以眼底動脈硬化或心臟改變為診斷依據，尿常規分析蛋白定性均為陰性。
3.標本：對照組均分別留取24小時尿和隨機尿，測定24小時白蛋白和每升白蛋白及白蛋白/肌酐比值，並以不同方法計算正常值，患者組均取隨機尿測定白蛋白及肌酐，以白蛋白/肌酐比值報告，以上標本均當日測定。 1.不同計算方法尿白蛋白正常值：以mg/L計算，范圍2.2～41.7，均值12.7；以mg/gCr計算，范圍2.7～26.1，均值8.1；以mg/24 h計算，范圍2.4～34.3，均值11.4。因尿白蛋白值呈非正態分布，低值無臨床意義，在建立參考范圍時以百分位數法按單側值95%上限確定。從以上結果可見，不同計算方法的結果正常值范圍有明顯差異，尤以每升結果報告時，由於受尿量影響較大，正常范圍較寬，這樣易使部分異常標本落入正常范圍而延誤診斷。
2.高血壓組：診斷Ⅰ期、Ⅱ期高血壓的標準是以是否累及血管、臟器為依據，我們測定的41例Ⅱ期患者中，常規尿蛋白定性均未發現腎臟損害，診斷是以眼底改變和心電圖改變為主。我們將測定結果依據高血壓病期、病程、舒張壓水平分組進行統計，結果。Ⅰ期21例，范圍4.6～38.2 mg/gCr，均值17.8 mg/gCr；Ⅱ期41例，范圍5.1～62 mg/gCr，均值29.7 mg/gCr；舒張壓95～105 mmHg 34例，范圍4.6～43.4 mg/gCr，均值16.4 mg/gCr；舒張壓106～120 mmHg 28例，范圍5.0～62 mg/gCr，均值31.2 mg/gCr；病程2～10年19例，4.6～40.2 mg/gCr，均值13.1 mg/gCr；病程11～15年，28例，范圍4.6～54.2 mg/gCr，均值19.3 mg/gCr；病程16～27年，15例，范圍5.1～62 mg/gCr，均值37.2 mg/gCr。上述結果中以正常值? mg/gCr為界，Ⅰ期高血壓中有4例超過正常值，Ⅱ期高血壓中有14例超過正常值，說明這些患者已有輕度腎損害。尤其1期高血壓中有五分之一患者出現尿白蛋白異常，尿白蛋白的值與病程及血壓水平相關。
3.糖尿病組：42例糖尿病患者按病程分組，2～10年28例，尿白蛋白為5.2～39.6 mg/gCr，均值21.2 mg/gCr，大於25 mg/gCr 13例；11年以上組14例，結果為10.4～68.
1 mg/gCr，均值29.4 mg/gCr，大於25 mg/gCr 8例。通過了解病史並分析結果，堅持長期口服葯物或注射胰島素治療者與不經常治療兩者結果間有明顯差異(P?.01)。
測定尿微量白蛋白最理想的方法是留取24小時標本，但因留取困難，在實際應用上受到限制。隨機尿測定是目前最常用，最易行的方法。但應同時測定肌酐，因每日肌酐排除量相對恆定，可避免尿量變化對結果的影響。
尿微量白蛋白測定是一種靈敏、簡便、快速的測定方法，易於在常規實驗室中廣泛應用，對早期腎損害的診斷遠遠優於常規定性或半定量試驗。
⑵ 體內葯物分析中為何要處理理生物樣品中的蛋白質又該如何處理生物樣品中的蛋白質
生物樣品的前處理涉及很多方面，但主要應考慮生物樣品的種類，被測定葯物的性質和測定方法三個方面的問題。
樣品於測定前一般說來，放射免疫測定法由於具有較高的靈敏度和選擇性，因此當初步除去主要干擾物質之後即可直接測定微量樣品；而對靈敏度和專屬性較差的紫外分光光度法，分離要求就要相應高一些；至於常用的高效液相色譜法，為防止蛋白質等雜質沉積在色譜柱上，上柱前需對生物樣品進行去蛋白，有時對被測組分進行提取、制備衍生物等前處理。
樣品處理步驟與分析方法的選擇—(一）去除蛋白質
在測定血樣時，首先應去除蛋白質。去除蛋白質可使結合型的葯物均出來，以便測定葯物的總濃度；去除蛋白質也可預防提取過程中蛋白質發泡，減少乳化的形成，以及可以保護儀器性能（如保護HPLC柱不被沾污），延長使用期限。去除蛋白法有以下幾種。
1.加入與水相混溶的有機溶劑加入水溶性的有機溶劑；可使蛋白質的分子內及分子間的氫鍵發生變化而使蛋白質凝聚，使與蛋白質結合的葯物釋放出來。
2.加入中性鹽加入中性鹽，使溶液的離子強度發生變化。中性鹽能將與蛋白質水合的水置換出來，從而使蛋白質脫水而沉澱。
3.加入強酸當pH低於蛋白質的等電點時，蛋白質以陽離子形式存在。此時加入強酸，可與蛋白質陽離子形成不溶住鹽而沉澱。
5.酶解法在測定一些酸不穩定及蛋白結合牢的葯物時，常需用酶解法。最常用的酶是蛋白水解酶中的枯草菌溶素。它不僅可使組織酶，並可使葯物析出。
酶解法的優點是：可避兔某些葯物在酸及高溫下降解：對與蛋白質結合牢的葯物（如保泰松、苯妥英納），可顯著改善回收率；可用有機溶劑直接提取酶解液而無乳化現象生成，當採用HPLC法檢測時，無需再進行過多的凈化操作。酶解法的主要問題是不適用於在鹼性下易水解的葯物。
（二）綴合物的水解
尿中葯物多數呈綴合狀態。由於綴合物較原型葯物具有較大的極性，不易被有機溶劑提取。有些葯物僅需較溫和條件即可使葯物游離，有些則需較劇烈的方法，常用酸水解或酶水解的方法。
（三）分離、純化與濃集
對於大多數葯物而言，生物樣品的分析通常由兩步組成：樣品的前處理（分離、純化、濃集）和對最終提取物的儀器分析。
提取法是應用最多的分離、純化方法。提取的目的是為了從大量共存物中分離出所需要的微量組分----葯物及其代謝物，並通過溶劑的蒸發使樣品得到濃集。提取法包括液-液提取法和液-固提取法。
1.液-液提取法（liquid-liquidextraction，LLE）
多數葯物是親脂性的，在適當的溶劑中的溶解度大於水相中的溶解度，而血樣或尿樣中含有的大多數內源性雜質是強極性的水溶性物質。因而用有機溶劑提取一次即可除去大部分雜質，從大量的樣品中提取葯物經濃集後作為分析用樣品。
2.液-固提取法（liquid-solidextration，LES）
液－固提取法是近十幾年來在純化生物樣品時被廣泛採用的方法。也可以認為是規模縮小的柱色譜法。這種方法是應用液相色譜法原理處理樣品。將具有吸附、分配及離子交換性質的、表面積大的擔體作為萃取劑填入小柱，以溶劑淋洗後，將生物樣品通過，使其葯物或雜質保留在擔體上，用適當溶劑洗去雜質，再用適當溶劑將葯物洗脫下來。
（四）化學衍生化
分離前將葯物進行化學衍生化的目的是：（1）使葯物變成具有能被分離的性質；（2）提高檢測靈敏度；（3）增強葯物的穩定性；（4）提高對光學異構體分離的能力等。
葯物分子中含有活潑H者均可被化學衍生化，如含有－COOH、－OH、NH2、、－NH－、－SH等官能團的葯物都可被衍生化。
化學衍生化對GC和HPLC尤為重要。
1.GC中化學衍生化法葯物的化學衍生化前處理對GC十分必要，衍生化可使葯物分子中的極性基團，如羥基、氨基、羧基等變成無極性的、易於揮發的葯物，從而使GC的溫度不必很高即可適合GC的分析要求。主要的衍生化反應有烷基化（alkylations）、醯化（acrylations）、硅烷化（silylations）等。其中已硅烷化用得最廣泛。
常用的烷基化試劑有碘甲烷（CHI）、疊氮甲烷（CHN2）、氫氧化三甲基苯胺（TMAH）等；常用得醯化試劑有：乙酸酐、丙酸酐等；硅烷化試劑有：三甲基氯硅烷（TMCS）、雙－三甲基硅烷乙醯胺（BSA）、雙－三甲基硅烷三氟乙醯胺（BSTFA）、三甲基硅烷咪唑（IMTS）等。
具有光學異構體的葯物，由於R（-）與S（＋）構型不同，使之具有不同的葯效和葯動學特性，因此，異構體的分離也是十分重要的。分離光學異構體的方法之一，就是採用不對稱試劑，使其生成非對映異構體衍生物，然後用GC法或HPLC法進行分析測定。常用的稱試劑有：（S）－N－三氟乙醯脯胺醯氯、（S）－N－五氟乙醯脯胺醯氯等。 #\?xJxT\?
2.HPLC中化學衍生化法當採用HPLC法時，其衍生化的目的是為了提高葯物的檢測靈敏度。一些在紫外、可見光區沒有吸收或者摩爾吸收系數小的葯物，可以使其與衍生成對可見－紫外檢測器、熒光檢測器及電化學檢測器等具有高靈敏度的衍生物。
化學衍生化包括柱前衍生化和柱後衍生化兩種方法。由於柱前衍生化法是在分離前使葯物與衍生化試劑反應，故與葯物具有相同官能團的雜質也會同樣生成衍生，這樣就有可能妨礙葯物的檢測。同時，如果雜質含量多時，葯物與衍生化試劑的反應率降低，因此，應盡可能將葯物進行精製後再衍生化。柱後衍生化是葯物經色譜柱分離之後進行的，所以可形成對檢測器具有高靈敏度的衍生物，從而提高了選擇性。HPLC常用的衍生化試劑有鄰苯二醛、丹醯氯、熒胺等。
在測定生物樣品中葯物及其代謝物時，樣品的前處理是十分重要的。除了少數情況，將體液經簡單處理後進行直接測定外，一般要在測定之前進行樣品的前處理，即進行分離、純化、濃集，必要時還需對待測組分進行化學衍生化，從而為測定創造良好的條件。生物樣品進行前處理的目的在於：①葯物進入體內後，經吸收、分布、代謝，然後排出體外。在體液、組織和排泄物中除了游離型（原型）葯物之外，還有葯物的代謝物、葯物與蛋白質形成的結合物、以及葯物或其代謝物與內源性物質，如葡萄糖醛酸、硫酸形成的葡萄糖醛酸甙（gl uronides）、硫酸酯（sulphates）綴合物等多種形式存在，需要分離後測定葯物及代謝物；②生物樣品的介質組成比較復雜。如在血清中既含有高分子的蛋白質和低分子的糖、脂肪、尿素等有機化合物，也含有Na＋、K＋、X-等無機化合物］。其中影響最大的是蛋白質，若用HPLC法測定葯物濃度時，蛋白質會沉積在色譜柱上發生堵塞，嚴重影響分離效果。因此，為了保護儀器，提高測定的靈敏度，必須進行除蛋白等前處理。
一、常用樣品的種類、採集和貯藏
生物樣品包括各種體液和組織，但實際上最常用的是比較容易得到的血液（血漿、血清、金血）、尿液、唾液。在一些特定的情況下選用乳汁、脊髓液、精液等。下面僅介紹常用的血樣、尿樣及唾液。
（一）血樣 G\(9M^6@y!
血漿（plasma）和血清（serum）是最常用的生物樣品。測定血中葯物濃度通常是指測定血漿或血清中的葯物濃度，而不是指含有血細胞的全血中的葯物濃度。一般認為，當葯物在體內達到穩定狀態時，血漿中葯物濃度與葯物在作用點的濃度緊密相關，即血漿中的葯物濃度反映了葯物在體內（靶器官）的狀況，因而血漿濃度可作為作用部位葯物濃度的可靠指標。
供測定的血樣應能代表整個血葯濃度，因而應待葯物在血液中分布均勻後取樣。動物實驗時，可直接從動脈或心臟取血。對於病人，通常採取靜脈血，有時根據血葯濃度和分析方法靈敏度，也可用毛細管采血。由採集的血液製取血漿或血清。
血漿的制備 將採取的血液置含有抗凝劑（如：肝縈、草酸鹽、拘橡酸鹽、EDTA、氟化鈉等）的試管中，混合後，以2500～3000rpm離心5min使與血細胞分離，分取上清液即為血漿。
血清的制備 將採取的血樣在室溫下至少放置30min到1h，待凝結出血餅後，用細竹捧或玻璃棒輕輕地剝去血餅，然後以2000～3000rpm離心分離5～10min，分取上清液．即為血清。
血漿比血清分離快，而且製取的量多，其量約為全血的一半。但由於所用抗凝劑的種類不同，用血漿測定葯物濃度有時不一致；血清的獲取量小，但血清成分更接近於組織液的化學成分，測定血清中有關物質的含量，比全血更能反映機體的具體情況；同時，葯物與纖維蛋白幾乎不結合，因此，血漿及血清中的葯物濃度測定值通常是相同的。基於上述原因，現在國外多採用「專用血清」來測定葯物的濃度。
對大多數葯物來說，血漿濃度與紅細胞中的濃度成正比，所以測定全血也不能提供更多的數據，而全血的凈化較血漿和血清更為麻煩，尤其是溶血後，血色素會給測定帶來干擾。但在個別情況下也有採用全血測定葯物濃度的。例如氯噻酮可與紅細胞結合，其動力學行為與在血漿中不同，在血細胞的葯物濃度比血漿葯物濃度大50～100倍；又如一些三環降壓葯物，對個別患者來說，在血漿和紅細胞的分配比率不是一個常數，因此宜採用全血進行測定。
全血（Whole blood）也應加入抗凝劑混合，防止凝血後影響測定。血樣的採取量受到一定限制，特別是間隔比較短的多次取樣，患者不易配合。過去一般取1～2ml。隨著高靈敏度測定方法的建立，取量可減少到1ml以下。採取靜脈血時，目前通行的方法是用注射器直接從靜脈抽取，然後置試管中：採取毛細管取血時，應用毛細管或特殊的微量采血管採取。採取血樣時，應由從事醫療工作的醫生、護士或者臨床檢查技師實施，葯劑師等不能進行采血工作。
血樣的采血時間間隔應隨測定目的的不同而異。例如：進行葯物動力學參數的測定時，需給出葯物在體內的葯物濃度．時間曲線。應根據動力學曲線模型〈單室還是雙室）、給葯方式來確定取樣間隔和次數，主要應在曲線首尾及峰值附近或濃度變化較大處取祥。采樣次數示意圖見
如進行治療葯物濃度監測（therapeuticdrug monitoring，TDM）時，則應在血中葯物濃度達到穩態後才有意義。但每種葯物的半衰期不同，因此達到穩態的時間也不間，取樣時間也隨之不同。葯物進入體內後，大多數很快與血漿中的蛋白質（白蛋白、球蛋白）結合成結合型，並與未結合的游離型葯物處於平衡狀態而存在。結合型葯物（bound型）不能通過血管壁，而游離型葯物（free型）能夠到達葯物作用部位，因此可以說葯物療效與游離型葯物濃度有著比較密切的關系，當然最理想的是測定游離型葯物。由於測定游離型葯物必須經過「超速離心」或「超濾法」等復雜的分離操作，又因葯物的蛋白結合率沒有很大的個體差異，通常血葯總濃度（結合型與游離的總和）可以有效表示游離葯物的濃度，因此，大多數的檢驗室不測定游離型葯物，而是測定葯物的總濃度。
但某些疾病可改變葯物與血漿蛋白的結合率，如肝硬化病人奎尼丁的游離型葯物分數幾乎增加三倍；腎病時，苯妥英、水楊酸、安妥明等的血漿蛋白結合卒明顯下降。有些葯物血漿蛋白結合率存在著很大的個體差異，如奎尼丁的血漿蛋白結合率的范圍為50％～90％，不同個體問游離葯物濃度差達10倍。也就是說在肝硬化、腎功能不全、腎病變、低營養等狀態下，血中白蛋白濃度顯著減少，葯物的蛋白結合率下降，游離型葯物濃度上升，此時應測定游離型葯物濃度。
採取血樣後，應及時分離血漿或血清，並最好立即進行分析。如不能立即測定時，應妥善儲存。血漿或血清樣品不經蒸發、濃縮，必須置硬質玻璃試管中完全密塞後保存。短期保存時置冰箱（4℃）中，長期保存時要在冷凍櫥（庫）（－20℃）中冷凍保存。
要注意采血後及時分離出血漿或血清再進行儲存。若不預先分離，血凝後冰凍保存，則因冰凍有時引起細胞溶解從而妨礙血漿或血清的分離或因溶血影響葯物濃度變化。
（二）唾液
唾液由腮腺、頜下腺、舌下腺和口腔粘膜內許多散在的小腺體分泌液混合組成的，平時所說的唾液就是指此混合液。一般成人每天分泌1～1.5ml，但個體差異大，即使是同－個人每日之內、每日之間也有變動；各腺體分泌的唾液組成也會有很大差別。對口腔粘膜給予機械的或化學的剌激時，會影響各唾液腺的分泌；視覺、聽覺、嗅覺等剌激所產生的條件反射以及思維、情緒也會影響唾液腺的分泌；隨年齡不同，唾液的分泌量也不同：小兒的唾液分泌量多，老年人的分泌量減少。
唾液的相對密度為1.003～1.008；pH值在6.2～7.6之間變動，分泌量增加時趨向鹼性而接近血液的pH值；通常得到的唾液含有粘蛋白，其粘度是水的1.9倍。
唾液的採集應盡可能在剌激少的安靜狀態下進行。一般在漱口後15min收集。分泌量多的，可以將自然貯存於口腔內的唾液吐入試管中，1min內約可取1ml的唾液。必要時也可轉動舌尖，以促進唾液的分泌。採集的時間至少要10min。採集後立即測量其除去泡沫部分的體積。放置後分為泡沫部分、透明部分及灰乳白色沉澱部分三層。分層後，以3000rpm離心分離10min，取上清液作為葯物濃度測定的樣品。也可以採用物理的（如嚼石蠟塊、橡膠、海綿）或化學的（如酒石酸）等方法剌激，使在短時間內得到大量的唾液。但另一方面，這樣做往往使唾液中的葯物濃度受到影響。特殊需要時，可以採集腮腺、頜下腺及舌下腺分泌的單一唾液。這種單一唾液的採集必須採用特殊的唾液採集器來收集。 ~6["b\}iY\
唾液中含有粘蛋白，唾液的粘度由粘蛋白的含量多少而定。粘蛋白是在唾液分泌後，受唾液中酶催化而生成的。為阻止粘蛋白的生成，應將唾液在4℃以下保存。如果分析時沒有影響，則可用鹼處理唾液，使粘蛋白溶解而降低粘度。唾液在保存過程中，會放出二氧化碳而使pH值升高，因此，需要測定唾液的pH值時，應在取樣的當時為好。冷藏保存唾液時，解凍後有必要將容器內唾液充分攪勻後再用，不然測定結果會產生誤差。
用唾液作為樣品測定葯物濃度有幾個優點：與採取血樣不同，患者自己可以不受時間和地點的限制，很容易地反復採集；採集時無痛苦無危險；有些唾液中葯物濃度可以反映血漿中游離型葯物濃度。但另一方面，由於唾液是由腮腺、頜下腺及舌下腺等各腺體分泌的組成不同的混合液體，其組成也會發生經時變動；因此，唾液中的葯物濃度與血漿中的游離型葯物濃度相比就容易變動；而且唾液中葯物濃度與血漿中葯物濃度的比值〈S／P）只有少數葯物是恆定值；有些與蛋白結合率較高的葯物，葯物在唾液中的濃度比血漿濃度低得多，需要高靈敏度的分析方法才能檢測；對有些患者（如癲癇、昏迷）不能採集唾液樣品。最後應該指出的是：目前所指的血漿或血清濃度的治療范圍，都是指血漿或血清中的總濃度（游離型和結合型），因此，只有知道唾液中葯物濃度與血漿中葯物濃度有－定的比值時，唾液中葯物濃度的監測才有意義，並且應該先求出具體患者的比值（S/P）。
（三）尿液
採用尿樣測定葯物濃度的目的與血液、唾液樣品不同。尿葯測定主要用於葯物劑量回收研究、尿清除率、生物利用度的研究，並可推斷患者是否違反醫囑用葯，同時根據葯物劑量回收研究可以預測葯物的代謝過程及測定葯物的代謝類型（代謝速率，MR）等。
體內葯物清除主要是通過尿液排出，葯物可以原型（母體葯物）或代謝物及其綴合物（conjugete）等形式排出。尿液中葯物濃度較高，收集量可以很大，收集也方便。但尿液濃度通常變化很大。尿液主要成分是水、含氮化合物（其中大部分是尿素）及鹽類。
健康人排出的尿液是淡黃色或黃褐色的，成人一日排尿量為1~5L，尿液相對密度1.015~1.020，pH值在4.8~8.0之間。放置後會析出鹽類，並有細菌繁殖、固體成分的崩解，因而使尿液變混濁。由於這些原因，必須加入防腐劑保存。採集的尿是自然排尿。尿包括隨時尿、晨尿、白天尿、夜間尿及時間尿幾種。測定尿中葯物濃度時應採用時間尿，時間尿以外的尿不可能推斷全尿中葯物的排泄濃度和葯物總量。因此，測定尿中葯物的總量時，將一定時間內（如8h、12h或24h等）排泄的尿液全部儲在起來，並記錄其體積，取其一部分測定葯物濃度，然後乘以尿量求得排泄總量。如採集24h的尿液時，一般在上午8點讓患者排尿並棄去不要，之後排出的尿液全部儲存於干凈的容器，中，直到次日上午8點再讓患者排尿，並加入容器中。將此容器中盛的尿液做為檢液。採集24h尿液時，常用2L容量的帶蓋的廣口玻璃瓶，其體和可能會有士100ml的誤差，因此，需再用量筒准確地測量儲尿量。採集一定時間內的時間尿液時，常用塗蠟的一次性紙杯或用玻璃杯，並用量筒准確量好體積放入儲尿瓶，並做好記錄。
尿液中葯物濃度的改變不能直接反映血葯濃度，即P與血葯濃度相關性差；受二試者的腎功能正常與否直接影響葯物排泄，因而腎功能不良者不宜採用尿樣；嬰兒的排尿時間難於掌握；尿液不易採集完全並不易保存。這些是尿樣的缺點。
採集的尿樣應立即測定。若收集24h的尿液不能立即測定時，應加入防腐劑置冰箱中保存。常用防腐劑有：甲苯、二甲苯、氯仿、麝香草酚以及醋酸、濃鹽酸等。利用甲苯等可以在尿液的表面形成薄膜，醋酸等可以改變尿液的酸鹼性來抑制細菌的生長。保存時間為24～36h，可置冰箱（4℃）中，長時間保存時，應冰凍（－20℃）。
本回答
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