中和抗體實驗方法步驟

1. HIV的檢測步驟有哪些

艾滋病檢測種類：血液試紙和唾液試紙兩大類。
目前市場上的艾滋病試紙種類主要分為兩大類，其中血液試紙主要包括雅培hiv試紙、愛康hiv試紙等。而唾液艾滋病試紙的種類就顯得比較單調，其中使用最廣泛的就是美國艾衛艾滋病檢測試紙，深受很多的高危人群及恐艾症患者的青睞。

專家指出，自從第一例艾滋病毒被確診以後，全球對於艾滋病毒的研究已經有30多年的歷史，而在這些年中也確實取得了十分重大的突破，其中艾滋病試紙研發問世，其所提倡的艾滋病自測就為艾滋病毒的預防奠定了嶄新的里程碑。據本站筆者了解得知，艾滋病試紙是一種使用膠體金免疫層析科技研發的新一代檢測試劑，可檢測血清或血漿標本中的HIV-1/2特有性抗體，從而准確的判斷出患者體內是否含有艾滋病毒，進而了解該患者是否是艾滋病毒感染者。
艾滋病檢測試紙優勢多，不同艾滋病試紙准確率達99.99%
不同的艾滋病試紙在不同的情況下使用起來具有更高的准確性和方便性。但是這幾種常見的HIV檢測試紙使用起來主要有以下幾個方面的優勢：所有操作時間15分鍾，所有的檢測操作過程簡便、出檢測結果十分迅速又准確、而且全部都是自帶質控對照，檢測過程中還不需要使用附加葯劑。值得一提的是，自己在家就能夠獨立完成所有的檢測過程，並不再像過去那樣一定要到專業的疾控中心檢測，這樣不但減輕了疑似感染者的心理折磨，而且還出檢測結果快速高效，為感染者及時治療爭取了更多有利的時間。
據悉，要想准確知道檢測結果，還需要注意的一個問題就是艾滋病檢測的最佳時間，而國際上規定以高危發生的日期開始計算，2周後即可檢測艾滋病病毒，以6周以後為准。而且如果在檢測過程中要想更加准確了解結果，最好是一次性使用多種不同品牌的艾滋病試紙，注意准確率更高，幾乎是100%。

2. 中和試驗的檢查過程

(一)簡單定性中和試驗本法主要用於檢出病料中的病毒，亦可進行初步鑒定或定型。先根據病毒易感性選定試驗動物(或雞胚、細胞培養)及接種途徑。將病料研磨，並稀釋成一定濃度(約100 LD50-1 000LD50或TCID50)。污染的病料需加抗生素(青黴素、鏈黴素各200-1 000單位)，或用細菌濾器過濾，與已知的抗血清(適當稀釋或不稀釋)等量混合，並用正常血清加稀釋病料作對照。混合後置37℃1h，分別接種實驗動物，每組至少3隻。分別隔離飼喂，觀察發病和死亡情況。對照動物死亡，而中和組動物不死，即證實該病料中含有與該抗血清相應的病毒。本法亦可用於毒素(如毒毒素)的鑒定和分型。(二)固定血清稀釋病毒法本法多將病毒作10倍遞增稀釋，分置2列試管，第一列加正常血清(對照組)，第二列加待檢血清(試驗組)。混合後，置37℃作用1h，將各管混合液分別接種選定的試驗動物，每一稀釋度用3-5隻動物。接種後，逐日觀察，並記錄其死亡數，觀察結束後，計算LD50和中和指數(表7-1、表7-2)，本法適用於大量檢樣的檢測。本法多用以檢出待檢血清中的中和抗體，對病毒而言，通常中和指數大於50者判為陽性，10-49為可疑，小於10為陰性。(三)固定病毒稀釋血清法本法用以測定抗病毒血清的中和價，將待檢血清2倍遞增稀釋，加等量已知毒價的病毒液(與血清混合後，每一接種劑量含病毒100LD50)，搖勻後，置37℃作用1h，接種實驗動物。註：[1] 接種劑量0.1ml，含病毒100LD50;[2] 系指與病毒混合後的稀釋度;[3] 分母為接種數，分子為保護數;[4] PD50為半數保護，其計演算法同LD50的計算。(四)空斑減少法在細胞培養上進行病毒中和試驗，近年來多採用空斑減少法。先將病毒稀釋成適當濃度，使每0.2ml含80個-100個PFU(空斑形成單位)，與不同稀釋度的待檢血清等量混合，置37℃作用1h-2h，分別測定PFU，使空斑減少50%血清稀釋度即為該血清的中和價。見表7-4。表7-4 空斑減少法中和試驗示例註：[1] 血清用4倍遞增稀釋;[2] 空斑減少50%的血清稀釋度，其計演算法同LD50的計算。

3. 血清中禽流感抗體含量的檢測方法

禽流感是由A型流感病毒引起的一種高度接觸性傳染性疾病。給世界養禽業造成了巨大的經濟損失。禽流感病毒可分為不同的亞型，世界各地的禽流感主要由高致病性的H5和H7兩種亞型引起，而人對其中的H1和H3亞型易感。快速診斷禽流感病毒具有重大意義。目前禽流感的實驗室檢測是比較快速、准確的方法。隨著血清學實驗技術和生物工程技術的飛速發展，禽流感診斷技術的研究也不斷取得新進展。瓊脂擴散試驗、血凝和血凝抑制試驗等常規方法的使用雖有一定的優勢，但免疫熒光法和ELASA也日益顯示出其快捷准確的特點：分子生物學的發展為核酸序列分析法的建立創造了條件,也使PCR，RT－PCR及核酸探針等檢測技術成為可能。這篇文章就是對有關該病的診斷方法加以總結，並提出了認為比較可行的改進方法，旨在方便對禽流感做出及時而有效的診斷並採取相應措施。

1. 病毒的分離鑒定

無菌採集病料經處理後接種9－11日齡雞胚，收取尿囊液測定血凝活性。若為陰性則應繼續盲傳2－3代。對具有血凝活性的尿囊液需先用新城疫(ND)抗血清做血凝抑制(HI)試驗!以排除ND感染。然後用免疫擴散等方法來檢測特異核心抗原，核糖蛋白(NP)或基質蛋白(MP)，再用血凝抑制試驗和神經氨酸酶抑制試驗鑒定A型流感病毒亞型。分離鑒定的同時進行致病力試驗，確定毒力強弱。但是流感病毒「O」相毒株不凝集雞紅細胞，故近來在流感病毒鑒定中常用豚鼠或人紅細胞來代替。然而，該兩種細胞無細胞核，沉積慢，一般在紅細胞凝集及凝集抑制測定中需60分鍾才能觀察結果，同時在「U」型孔板中，很難沉積成像眼淚樣的點即當中常有小空[1]。

病毒的分離鑒定對禽流感的診斷比較確實,但操作程序繁瑣、費用多、耗時費力。

2. 血清學診斷技術

2.1 瓊脂擴散(AGP)試驗

進行病毒抗原型特異性鑒定即用已知陽性血清和末知抗原進行AGP試驗。

受檢樣品是具有血凝素活性的雞胚尿囊液。AGP是用來檢測A型流感病毒群特異性血清抗體，即抗核糖蛋白(RNP)和基質蛋白(MP)抗體，因而適用於鑒定流感病毒 。1979年Beard首次將AGP用於禽流感抗體檢測[2]。

此法雖簡單易行，但是敏感性較差，易出現假陽性。AGP最常用的是免疫雙擴散，趙增連、陳海燕等分別開展了禽流感病毒快速定型雙擴散法的研究，不僅提高了其敏感度，且快速省時，在此方法基礎上建立的AGP診斷技術及其診斷試劑盒，在全國范圍內得到推廣應用，並取得良好的效果。

2.2 血凝(HA)和血凝抑制試驗(HI)

一般情況下，新分離毒株要先鑒定出特異性NP或.MP抗原型(用AGP)確定禽流感病毒，再做HA亞型的鑒定[3]。

現已有人採用改進HA試驗方法，稱為HA加敏法。該法測抗體效價比常規性高2－4倍，若抗原用乙醚裂解其敏感性比常規法高4－6倍，但觀察時以30min內為好，否則易出現假陽性。另外，還應注意在HI試驗時，應先除去特異性凝集反應。許多禽類血清都含有非特異性因子，能和紅細胞表面受體競爭性地作用於病毒表面的血凝素而發生非特異性凝集反應。通常用受體破壞酶(RED)即霍亂菌培養液處理法或高碘酸鈉法制備血清[4]。

HA、HI 特異性好，是亞型鑒定的常用方法，但其操作過程繁瑣費時，並且由於用已知HA亞型的抗血清不能檢出新的HA亞型的禽流感病毒，所以用該方法鑒定不如瓊脂擴散實驗簡便和快捷。

2.3 神經氨酸酶抑制試驗(NIT)

根據A 型流感病毒的表面抗原特性,特別是血凝素(HA)和神經氨酸酶(NA)特性，不僅可通過HI試驗對病毒進行堅定，而且可通過NI試驗進行鑒定。1983 R.A.Van.Densen介紹了NI試驗的一種改進法－平板微量NI試驗，此法雖不能提供常量法的定量，但卻是A型流感病毒的病毒分類和抗體檢測的快捷方法， 試驗證明微量NI試驗能對分離物做出准確鑒定而常量NI試驗檢測亞型混合物似更敏感[5]。

目前國家獸醫實驗所已將微量NI試驗列為流感病毒分離物定型及篩選畜禽血清9型NA抗體的常規方法，診斷中也已廣泛採用此法特別是美國在80年代火雞發生流感病毒期間，每次流行所得的血清樣本用微量NI試驗所作出的A型流感病毒亞型鑒定結果已為病毒分離、疫苗接種和流行病學資料所證實。這種方法已被證明是快速的且成本較低和有可重復性。這種技術的可靠性將導致NI試驗的廣泛應用。

2.4 中和試驗(NT)

病毒中和實驗技術是反映機體抵抗特定病毒感染能力的最可靠方法。流感病毒中和實驗技術有以下優點：（1）由於中和抗體作用於流感病毒表面血凝素蛋白（HA），使流感病毒失去感染能力，因此，流感病毒中和實驗主要用於檢測血清中的特異性抗血凝素蛋白抗體。（2）流感病毒中和實驗既能檢測病毒株的功能性變化，又能反映機體的抗病毒水平。（3）該方法主要使用感染性病毒，不需要進行病毒或病毒蛋白的純化，因此，可以被迅速用於檢測新病毒或人群免疫狀態[6]。

以中和試驗(NT)來鑒定或滴定流感病毒時常用雞胚或組織培養細胞，操作方法與其他病毒(如NDV)的中和試驗相同。病毒中和實驗技術是一個相當復雜的過程，參與中和反應的因素有病毒、抗血清和宿主細胞。這些因素的變化都會影響中和實驗的結果。因此，對中和實驗的整個過程進行嚴格的質量控制。每次測定必須設立陽性和陰性血清對照，陽性和陰性細胞對照，以及對病毒使用劑量進行滴定。

NT試驗是最敏感而特異的血清學方法，只有抗體與病毒顆粒上的表面抗原相對應，特別是與吸咐到宿主細胞上的病毒表面抗原相對應，才能在實驗中取得滿意的顯示效果。 因此，某一個血清型的中和試驗抗體只與同組內地其他病原表現出有限的交叉反應。病毒中和試驗操作繁瑣耗時費料，臨床上幾乎不用。但作為經典方法在病毒鑒定中起著重要作用，許多新的檢測方都要與之為標准進行比較[7]。

2.5免疫熒光技術(IFT)

免疫熒光技術就是熒光抗體技術(FAT)。 IFT早在1961年就開始用於人類流感的快速診斷。1984年濱西法尼亞州爆發禽流感時，Skeeles將IFT首次用於AIV的檢測。IFT最早用於病毒的鑒定和定位病毒感染細胞中特異性抗原。主要是核內熒光:用MP抗原的熒光抗體主要出現胞質熒光，核內也有部分熒光[8]。

用於禽流感病毒的診斷常用直接熒光抗體法即在組織觸片上直接染色，以熒光顯微鏡檢查熒光 。一種AIV的熒光抗體可用來檢測不同亞型的其他病毒。

IFT用於診斷具有快速、簡便、敏感性好的特點，而且費用較低，其敏感度同病毒的分離鑒定相當，有時高於用雞胚進行的病毒分離。但是需要注意的是如何避免和降低標本中出現的假陽性(非特異性熒光)問題。

對一株雜交瘤細胞分泌的流感病毒的單克隆抗體進行檢測時，發現間接固相免疫熒光技術的敏感性比HI 高40－150倍。間接免疫熒光技術也可以用來檢測核蛋白(NP)基質蛋的(MP)抗原與抗體的反應，其敏感性很高。但對抗原制備要求較高，需用非離子型去污劑對純化的病毒粒子進行裂解[9]。

2.6 酶聯免疫吸附法(ELISA)

ELISA的基本原理是：酶結合物與相應抗體或抗原特異性結合，再遇酶底物時，在酶的強烈催化下使原來無色的底物產生化學反應，即形成有色的產物，便可用肉眼或分光光度計定量檢測其含量。該方法具有特異性、敏感性、快速性和簡易性等優點。在流感病毒微量中和實驗中，酶結合物（HRP標記的羊抗鼠IgG抗體）與存在於MDCK細胞膜上的病毒核蛋白抗原-核蛋白單克隆抗體復合物結合，HRP酶催化OPD，使無色底物形成橙黃色化合物，再由ELISA檢測儀測定吸光度值，從而獲得中和抗體滴度[11]。

1974年Jenning等首先用ELISA對注射流感病毒所產生的抗體消長規律進行了檢測。Lanbre認為ELISA的敏感性遠高於HI補給結合反應 。Meulemans(1987)對ELISA、AGP、HI檢測AIV抗體進行了比較研究。發現AGP和ELISA一樣均能檢測型特異性抗原(抗體)，但敏感性遠低於ELISA，HI適用於亞型的檢測，其敏感性不如ELISA。1993 年Shodihall用混合纖維素脂膜或硝酸纖維素膜代替微量反應板，建立了快速診斷的DAS－ELISA大大縮短了診斷時間，並可保留ELISA的特異性、敏感性，其結果又不需要特殊儀器分析、可用肉眼判定。

隨著分子生物技術的發展，中國農業科學院哈爾濱獸研所的李海燕等用表達禽流感病毒核蛋白的桿狀病毒感染S9昆蟲細胞，以其表達產物制備抗原，建立了以桿狀病毒系統表達的AIV核蛋白為抗原的禽流感間接(重組核蛋白)ELISA診斷技術(rNP－ELISA)確定了其最適工作條件，並對3138份雞血清進行了檢測。實驗證明rNP－ELISA與全病毒間接ELISA(AIV－ELISA)，AGP及HI的符合率分別為99.9%、97.8%、98.8%，並能100%檢出AGP陽性及疑似HI陽性的血清樣品。 這證明了rNP－ELISA是檢測A型禽流感病毒血清特異性抗體的一種特異、敏感、微量、快捷、經濟的血清學診斷技術[11]。

ELISA方法的敏感性和特異性與抗原的純度直接相關 。1984年Abraham等報道了抗原快速提純法，所需時間比常規法縮短10倍，並且研究結果表明應用提純抗原幾乎全部排除了假陽性反應。

目前美國Kiregard Reery和Labortories有試劑盒出售。ELISA成為AI流行病學普查及早期快速診的最有效和最實用的方法。

3 分子生物學技術

近年來，隨著現代生物技術的發展，分子生物技術已被大量應用於禽流感的快速診斷。

3.1聚合酶鏈反應(PCR)及反轉錄---聚合酶鏈反應(RT—PCR)

PCR是近來發展成熟起來的一種體外基因擴增技術，能在數小時內使DNA呈指數增加。已成功地用於多種病毒的基因檢測和分子流行病學調查等其檢測原理為：尋找傳染性因子的特異DNA序列。對待測樣品進行PCR擴增， 如果檢測出了相應的擴增帶，則判為陽性反應；反之，無擴增帶則為陰性反應。

鑒於引起致病的禽流感病毒多是H5和H9血清亞型，在PCR技術的基礎上，崔尚金等(1998)建立了一種直接檢測禽糞樣和雞胚尿囊液中AIV—H9亞型RNA的RT－PCR反應，並將此法與AGP和電鏡技術作了比較，結果表明引物的特異性決定了產物的特異性，並且該方法靈敏度高，檢測過程僅需8h左右，並且大大縮短了感染後的檢出時間。

應用毛細管PCR(15min30個循環)代替常規PCR(2.5個小時30個循環)以進一步縮短檢測時間的研究也已展開並進入更深入的領域，以期用於不同樣品(組織、組織液、分泌液、糞便等)的檢測，區分高致病力毒株和低致病力毒株與非致病力毒株，從而深入探討該方法在AIV的臨床早期診斷，流行病學調查及發病機制中的應用價值，為我國制定AIV的綜合防制措施做出貢獻[12]。

3.2 核酸探針技術/核酸分子雜交技術

這項技術是目前生物化學和分子生物學研究應用最廣泛的技術之一，是定性和定量檢測特異DNA或RNA的有力工具。

核酸探針技術的原理，在進行雜交時，用一種預先分離純化的已知DNA或RNA序列片段去檢測末知的核酸樣品，對作檢測用的已知DNA或RNA序列片段加以標記的片段就稱為核酸探針。作為核酸探針的DNA或RNA是各種病原微生物基因的一部分。 在變性分開的待檢DNA或RNA單鏈中加入與其有互補作用的核酸探針。探針在一定條件下就能與原來變性分開的DNA或RNA單鏈上的互補區段形成氫鍵，從而結合成雜交雙鏈，通過洗滌，除去未雜交上的標記物，然後進行放射自顯影，即可確定原待檢樣品有無與探針互補的DNA或RNA序列。

Bashiruddin等(1991)報道了擴增HA基因來分析致病毒株與非致病毒株的差異，證實了致病毒株與非致病毒株氨基酸的差異，顯示了本方法的應用前景[13]。

3.3熒光PCR法

利用生物學手段，用熒光PCR方法快速檢測禽流感病毒的方法已在北京通過專家鑒定，這一研究成果不僅在國內屬於首次，而且在國際上也屬於先進水平。它與國際標准方法雞胚病毒分離相比，不僅無需做雞胚病毒分離培養，而且時間也由原來最短的21d縮短為4h。

4 電鏡技術

由於流感病毒為正粘病毒，屬於形態特徵性強的病毒,因而可用電鏡技術來診斷。為提高禽流感的檢出率，除樣品制備技術外，取病料的部位和時間也是獲得准確檢驗結果的關鍵。病料的採集部位及取材時間應根據禽流感病毒在動物體內分布特徵及其感染特性而定[15]。

5 流感實驗室檢測中應注意的若干問題（高致病性流感病毒）

（1）禁止在同一實驗室，更不應在同一接種櫃中，同時處理接種未知臨床標本、已知陽性標本

（2）禁止在同一實驗室，同一時間處理，接種采自不同動物的標本；動物標本（如禽、豬等）必須與人的標本分別保存。

（3）接種後剩餘原始標本，尤其分離出病毒的標本需暫時凍存，有條件的應置-70℃或以下保存，以便需要時可進行復查，待分離物經國家流感中心鑒定完後方可處理掉。分離陰性的標本應隨時棄之。

（4）嚴禁實驗室交叉污染：在病毒分離時嚴禁設陽性對照及操作在人群中已消失的流感病毒。

（5）向國家流感中心送毒株時，量至少需5 ml，同時需自己保存一些，以便寄送過程發生意外時可繼續補送。

（6）流感病毒在-20℃～-40℃ 時不穩定，故不宜在此溫度下長期保存。

（7）雞胚中分離出的流感病毒，應盡量別在MDCK細胞上傳代。因當今國內所用的MDCK細胞屬腫瘤細胞系，一旦病毒通過它傳代就無法用於疫苗制備。

（8）寄送毒株時一定需附上送檢表。寄送毒株需及時，尤其鑒定不出的，異常的毒株應盡快向國家流感中心寄送。寄送時用快速直送國家流感中心[16]。

總結

使用常規方法檢測禽流感及其抗體仍是目前世界上普遍接受的方法。這些方法包括病毒的分離、瓊脂擴散實驗鑒定病毒和測定特異性的血清抗體，血細胞凝集及其抑制試驗鑒定病毒或血清抗體亞型。 採用雞胚中和試驗來鑒定病毒或血清抗體亞型也是一種可以接受的方法，但相對血凝抑制試驗較為麻煩。隨著科學技術的發展，檢測該病毒和血清的方法出現了免疫光法和ELISA法，這些方都有快捷的特點，特別是日益完善並趨向成熟的ELISA檢測方法,因其簡捷、敏感、特異性強等優點而越來越得到廣泛的重視和應用。隨著分子生物學的發展，核酸序列分析法越來越可能成為一種更准確可行的方法,特別是它能從分子生物學的發展，核酸序列分析法越來越可能成為一種更准確可行的方法，特別是它能從分子水平揭示HPAIV甚至潛在HPAIV毒株。這種方法雖然在一般實驗室還不能應用,但RT－PCR技術為從基因水平檢測禽流感病毒RNA提供了靈敏、特異和快捷准確的方法。正在進行的應用毛細管PCR代替常規PCR，以進一步縮短檢測時間的研究和根據禽流感NP的高度保守性而建立的rNP－ELISA檢測法，不僅具有與AGP、HI同樣的特異性，而且具有更高的靈敏性，可在微克水平上進行檢測!都是很有前途的方法。將rNP－ELISA檢測技術及其成套的成品試劑組裝成診斷試劑盒，也取得了很好的實驗效果。

在以上各種檢測方法及科學技術發展的基礎上，將PCR技術與ELISA技術結合起來，建立一種新的實驗室檢測AIV的方法，將有較大的研究價值其實。其實驗原理（以此類方法中最簡單的雙引物雙標記法為例）如下：

PCR的一對引物中!其中一種引物用生物素標記，另一種引物用地高辛標記，酶標微孔板上用生物素的親和素包被(生物素的親和素與生物素特異的結合)。PCR擴增後純化片段加入微孔板中。此時，微孔板上包被的生物素親和素將與引物上的生物素結合而捕捉了PCR片段，再在微孔板中加入辣根過氧化物酶標記的抗地高辛抗體，該抗體將與另一引物上的地高辛結合，從而形成生物素親和素－生物素－PCR片段地－高辛－抗地高辛－酶的復合物。加入酶的相應底物進行顯色，便可判斷PCR擴增的有無。由於該方法是PCR技術和ELISA技術的結合，所以它是一種兩級放大系統,即PCR放大和ELISA放大。故而它的靈敏度更高，同時這種方法避免了PCR產物分析時的電極及染色過程，所以更為快捷、簡便、靈敏。

4. 什麼樣的抗體需要做中和活性分析

1、通過ELISA技術檢測到叫total binding antibody，即結合抗體；
而中和抗體的檢測一般都要用到細胞培養和對應的病毒或者細菌等病毒體，通過觀察樣品對該種病原體感染宿主細胞的抑制情況而測定出來的，即中和抗體效價。
中和抗體肯定具有結合抗體的性質，但結合抗體不一定具有中和活性。
2、對人體疾病而言，按照經典且目前行之有效的疫苗和免疫學角度看，中和抗體對預防這類疾病更有效。
但很多資料也表明，可能那些non-neutralizing但具有其他作用的功能性抗體在控制和預防感染性疾病中也發揮著十分重要的作用，例如補體作用，ADCC，ADCVI等等。

5. 中和抗體的介紹

中和抗體是當病原微生物侵入機體時會產生相應的抗體。病原微生物入侵細胞時需要依賴病原體自身表達的特定分子與細胞上的受體結合，才能感染細胞，並進一步擴增。中和抗體是B淋巴細胞產生的某些抗體，能夠與病原微生物表面的抗原結合，從而阻止該病原微生物黏附靶細胞受體，防止侵入細胞。

6. 如何看中和試驗與elisa試驗結果相關性

• 洗板後再加入銪標記的抗-HBe，熒光強度和樣本中的抗-HBe濃度成反比，使最後形成的抗-HBe-HBeAg-銪標記抗-HBe復合物減少，HBeAg將被大量中和。增強液（β－NTA）將標記在抗體上的Eu3+解離到溶液中，經過振盪孵育，Eu3+和增強液中的有效成分形成高熒光強度的螯合物，加入校準品及被測樣本針對於HBeAb的中和抑製法

• 採用抗-HBe抗體包被反應板，若標本中抗-HBe濃度高，同時加入定量HBeAg中和抗原

• 溫育的溫度和方式有哪些以及注意事項：溫育的溫度：育常採用的溫度有43 、37℃、室溫或4℃等。37℃是實驗室中常用的溫育溫度，也是大多數抗原抗體結合的最適反應溫度。抗原抗體反應一般在37℃經1～2 h 產物的生成可達頂峰，為加速反應，可在一定范圍...

• 在實驗室中, ELISA 測定的洗板方式一般有2種,即手工洗板和洗板機洗板。手工洗板是每次反應溫育後,將反應液吸出或甩干,然後在板孔中加滿洗液,放置2～3 min後,將洗液吸出或甩干再在吸水紙上拍干。重復上述洗滌步驟3～4次,最後在吸水紙上拍干即可。...

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• 兩者都是基於抗原與抗體之間能發生特異性結合這一基本原理。 免疫組化是對組織標本或細胞標本中的抗原類物質如細胞中的病原體、蛋白質、多肽、氨基酸、多糖、酶、激素、核酸等進行定位或定量檢測，檢測材料是石蠟切片或細胞塗片，檢測時用到的抗...

• 針對於HBeAb的中和抑製法 採用抗-HBe抗體包被反應板，加入校準品及被測樣本，同時加入定量HBeAg中和抗原，經過振盪孵育,洗板後再加入銪標記的抗-HBe，若標本中抗-HBe濃度高，HBeAg將被大量中和，使最後形成的抗-HBe-HBeAg-銪標記抗-HBe復合物減...

• 典型的配對T檢驗(Paired-samples T test)

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7. 中和試驗的介紹

中和試驗是病毒或毒素與相應的抗體結合後，失去對易感動物的致病力的試驗方法。

8. 乙肝抗原抗體檢測實驗的主要步驟

① 取出包被好的板，加入待測血清，再加入酶標記抗體，置濕合37℃30-45min
② 取出以洗滌劑洗滌3次，每次3-5min
③ 加入顯色液，置於37℃保溫箱15-30min